Insulinsensitivität, Glukose- und Fettstoffwechsel bei Patienten mit Psoriasis

Hintergrund Psoriasis ist eine chronische immunvermittelte entzündliche Erkrankung, die durch unkontrollierte Proliferation von Keratinozyten, aktivierten dendritischen Zellen, Freisetzung von entzündungsfördernden Zytokinen und Rekrutierung von T-Zellen in die Haut gekennzeichnet ist. Die Prävalenz der Psoriasis liegt weltweit bei 2-3 %, mit ähnlichen Häufigkeiten bei Männern und Frauen. Psoriasis wurde mit Komponenten des metabolischen Syndroms, insbesondere Fettleibigkeit und Typ-2-Diabetes, in Verbindung gebracht, und Patienten mit Psoriasis haben ein erhöhtes Risiko, Typ-2-Diabetes zu entwickeln. Adipositas ist bei Patienten mit Psoriasis doppelt so häufig, und Patienten haben ein erhöhtes Risiko für Herz-Kreislauf-Erkrankungen im Vergleich zur Allgemeinbevölkerung. Es ist wichtig, diese Komorbiditäten zu erkennen oder besser zu verhindern und zu behandeln, da sie zu einer erhöhten Sterblichkeit führen können.

Typ-2-Diabetes ist eine komplexe Stoffwechselstörung, die sich als Folge genetischer und umweltbedingter Faktoren wie Bewegungsmangel und Übergewicht entwickelt. Die Inzidenz von Typ-2-Diabetes nimmt weltweit zu, und es besteht allgemein Einigkeit darüber, dass er hauptsächlich durch die Anpassung an einen verwestlichten, sitzenden Lebensstil verursacht wird. Patienten mit Typ-2-Diabetes sind durch eine verringerte periphere und hepatische Insulinsensitivität, eine Betazell-Dysfunktion und eine beeinträchtigte Glukose- und Fettoxidation gekennzeichnet. Es wurde vorgeschlagen, dass Muskelinsulinresistenz bis zu 85–90 % der Beeinträchtigung der peripheren Insulinsensitivität (ausgedrückt als Ganzkörper-Glukoseabgabe) bei Patienten mit Typ-2-Diabetes während der Insulinstimulation ausmacht. Es wurden mehrere intramyozelluläre Defekte nachgewiesen, darunter ein gestörter Glukosetransport und eine gestörte Phosphorylierung, eine verminderte Glykogensynthese und eine verminderte Glukoseoxidation sowie proximale Defekte im Insulin-Signalübertragungssystem. Ähnlich wie bei der Psoriasis tritt bei Patienten mit Typ-2-Diabetes eine systemische Entzündung auf.

Die pathophysiologischen Mechanismen, die den Zusammenhang zwischen Psoriasis und Typ-2-Diabetes erklären, sind weitgehend unbekannt, aber es wurde die Hypothese aufgestellt, dass systemische Entzündungen, die sowohl bei Psoriasis als auch bei Typ-2-Diabetes auftreten, eine Rolle spielen könnten. In einer kürzlich durchgeführten Studie wurden hyperinsulinämische euglykämische Klemmen hergestellt, die zeigten, dass normale glukosetolerante Patienten mit mittelschwerer bis schwerer Psoriasis im Vergleich zu gesunden Kontrollpersonen eine geringere Ganzkörper-Insulinsensitivität während der Insulinstimulation aufwiesen. Somit scheint das erhöhte Risiko für Typ-2-Diabetes bei Patienten mit Psoriasis Defekte im Glukosestoffwechsel einzuschließen, die mit der Psoriasis selbst in Verbindung stehen. Die angewandten Methoden erlaubten jedoch keine detaillierte Charakterisierung des Stoffwechsels bei Patienten mit Psoriasis. Die Tracer-Technik in Kombination mit indirekter Kalorimetrie wurde noch nie zur Untersuchung der Leber- und Ganzkörper-Insulinsensitivität sowie der Glukose- und Fettoxidation unter Grundbedingungen oder während der Insulinstimulation bei Patienten mit Psoriasis angewendet.

Methoden:

Vor den Versuchstagen 1 und 2 treffen sich die Teilnehmer am Morgen nach einer 10-stündigen Fastenzeit (einschließlich Flüssigkeiten, Medikamente und Tabak). 48 Stunden vor der Untersuchung sind weder Alkoholkonsum noch intensive körperliche Aktivitäten erlaubt, und alle Teilnehmer werden aufgefordert, sich an den beiden vorangegangenen Tagen kohlenhydratreich zu ernähren. Alle Experimente werden im Centre for Diabetes Research, Gentofte Hospital, University of Copenhagen, Hellerup, Dänemark, durchgeführt, wo die notwendige Ausrüstung zur Verfügung steht.

Versuchstag 1: Ein intravenöser Glukosetoleranztest (IVGTT) und ein Fibroscan der Leber werden durchgeführt und der zweite Versuchstag wird angesetzt. Die während des experimentellen Tages 1 verbrachte Zeit beträgt ungefähr 4 Stunden.

Zur Bestimmung der Betazellfunktion wird ein intravenöser Glukosetoleranztest (IVGTT) durchgeführt. Ein Glucosebolus von 0,3 g/kg Körpergewicht wird über 1 min bei t = 0 min infundiert. Plasmaproben für Glucose, C-Peptid, Insulin und Glucagon werden bei t = –10, –5, 0, 2, 4, 6, 8, 10, 15, 20 und 30 min gesammelt.

Die Körperzusammensetzung wird vor Tag 2 durch DXA-Scan (Lunar Prodigy Advance GE Healthcare) bestimmt.

Ein Fibroscan wird mit einem Fibroscan 501® (EchoSensTM, Paris, Frankreich) durchgeführt, um den Fibrosestatus und den Steatosegrad der Leber zu beurteilen (23). Die Leberelastizität und damit der Fibrosestatus (ausgedrückt in kPa) wird durch Messen der Übertragungsgeschwindigkeit des Ultraschalls beurteilt, basierend auf dem Prinzip, dass die Übertragungsgeschwindigkeit von Schwingungen, die durch Lebergewebe gehen, zunimmt, wenn eine Leberfibrose vorliegt. Leberverfettung wird anhand eines kontrollierten Dämpfungsparameters (CAP) (ausgedrückt als Dezibel pro Meter (dB/m)) basierend auf der Tatsache, dass Fett die Ultraschallausbreitung beeinflusst, beurteilt. Eine Erfolgsrate von ≥ 60 % und ein Verhältnis des interquartilen Bereichs der Lebersteifheit zum Median von ≤ 30 % werden als zuverlässig angesehen und für die endgültige Analyse verwendet.

Versuchstag 2: Hyperinsulinämische euglykämische Klemme (HEC) kombiniert mit stabiler Isotopeninfusion, Muskel- und Fettbiopsien und indirekter Kalorimetrie. Die während des experimentellen Tages 1 verbrachte Zeit beträgt etwa 7 Stunden.

Nach Entleerung der Harnblase werden die Teilnehmer in ein Bett gelegt. Zwei Kanülen werden in die Kubitalvenen eingeführt: eine zur Entnahme arterialisierter Blutproben und eine in die kontralaterale Vene für Infusionen. Der Unterarm, aus dem Blutproben entnommen werden, wird während des gesamten Experiments in eine Heizdecke (50 °C) gewickelt. Unmittelbar nach der Entnahme von Hintergrundproben eine geprimte Dauerinfusion von [6,6-D2]-Glucose (D2-Glucose) (Priming-Bolus von 40 µmol/kg; kontinuierliche Infusionsrate von 0,4 µmol·min·kg-1) und [1, 1,2,3,3,-D5]-Glycerol (D5-Glycerol) (Priming-Bolus von 1,5 µmol/kg; kontinuierliche Infusionsrate 0,1 µmol · min · kg-1) wird gestartet (t = 0 min) und für 100 Minuten beibehalten 360 min zur Bestimmung der Glukose- und Glycerinkinetik im basalen und insulinstimulierten Zustand, jedoch werden die kontinuierlichen Infusionsraten während der Insulininfusion geändert. Die erste Steady-State-Periode wird als die letzten 30 Minuten der 120-minütigen Basalperiode definiert, wenn die Tracer-Gleichgewichte von [D2]Glucose und [D5]Glycerin erwartet werden; Die Steady-State-Periode der niedriggradigen Insulininfusion (10 mU/m2 pro Minute) wird als die letzten 30 Minuten der ersten Insulin-Clamp-Periode (210–240 Minuten) definiert, während der die Infusionsrate von D2-Glucose erhöht wird auf 0,56 µmol · min · kg-1, und die Infusionsrate von D5-Glycerin wird auf 0,05 µmol · min · kg-1 reduziert. Die Steady-State-Periode der hochgradigen Insulininfusion (40 mU/m2 pro Minute) wird als die letzten 30 Minuten der zweiten Insulin-Clamp-Periode (330–360 Minuten) definiert, während der die Infusionsrate von D2-Glucose erhöht wird auf 1,0 µmol·min·kg-1, und die Infusionsrate von D5-Glycerin wird auf 0,025 µmol·min·kg-1 reduziert. Nach der basalen Steady-State-Periode zum Zeitpunkt 120 min wird eine kontinuierliche Insulininfusion eingeleitet und auf 10 mU/m2 pro min, die Infusionsrate, fixiert. Zum Zeitpunkt 240 min wird die kontinuierliche Insulininfusion gestartet und bis zum Zeitpunkt 360 min auf 40 mU/m 2 pro min erhöht. Eine variable Infusion von unmarkierter Glukose (180 g/l) wird verwendet, um die Euglykämie während der Insulininfusion aufrechtzuerhalten. Die Plasmaglukosekonzentrationen werden alle 5 Minuten während der Klemme unter Verwendung der Glukoseoxidasemethode (Yellow Springs Instrument Model 2300 STAT plus Analysegerät, Yellow Springs, Ohio, USA) überwacht. Die angestrebte Plasmaglukosekonzentration beträgt 5 mM. Blutproben zur Messung der Plasmaglukose- und Glycerol-Anreicherung werden zu Studienbeginn (0 min) und in der ersten Steady-State-Phase (90, 100, 110 und 120 Minuten) und während der insulinstimulierten Steady-State-Phase (330, 340, 350) entnommen und 360 Minuten). Alle Isotope werden von Cambridge Isotopes Laboratories (Andover, MA) bezogen. Blutproben zur Messung von Plasmaglycerin und -laktat werden zu Studienbeginn und in der ersten (90 bis 120 min), zweiten (210 bis 240 min) und dritten (330 bis 360 min) Steady-State-Periode entnommen. Proben zur Bestimmung von Plasmainsulin, C-Peptid und Glucagon werden bei (0, 60, 90, 100, 110, 120, 135, 150, 165, 180, 195, 210, 220, 230, 240, 255, 270, 285, 300, 315, 330, 340, 350, 360 Minuten). Blutproben zur Bestimmung von FFAs, HbA1c, Gesamt-, High Density Lipoprotein (HDL)-, Low Density Lipoprotein (LDL)- und Very Low Density Lipoprotein (VLDL)-Cholesterin und Triglyceriden werden zu Studienbeginn entnommen und Blutproben für die Messung der FFAs im insulinstimulierten Zustand wird bei 240 und 360 min gezogen. Urinproben werden bei 0, 120, 240 und 360 min gesammelt.

Indirekte Kalorimetrie wird während des basalen (90-120 min), niedrigen (210-240 min) und hochgradigen (330-360 min) insulinstimulierten stationären Zustands durchgeführt, um den Sauerstoffverbrauch (V02) und die Kohlendioxidproduktion (VC02) zu bestimmen. . Es wird ein Canopy-Durchfluss-Gasanalysator verwendet, wie in (25) beschrieben. Der durchschnittliche Gasaustausch über die drei 30-minütigen Steady-State-Perioden (basal und insulinstimuliert) wird verwendet, um die Raten der Glukose- und Fettoxidation zu berechnen.

Muskel- und Fettbiopsien werden am Ende der basalen (t = 120 min) und hochgradig insulinstimulierten (t = 360 min) Steady-State-Perioden durchgeführt. Muskel- und Fettbiopsien werden unter örtlicher Betäubung aus Musculi vastus lateralis und subkutanem Bauchfett unter Verwendung einer modifizierten Bergström-Nadel (einschließlich Absaugung) bei 120 (basal) und 360 min (hochgradig insulinstimuliert) entnommen. Die Biopsien werden in flüssigem Stickstoff eingefroren und zur späteren Analyse bei -80 °C gelagert. Die Gesamtmenge an extrahiertem Gewebe beträgt 400-600 mg.