Un essai d'escalade de dose de radiothérapie corporelle ablative stéréotaxique pour les oligométastates osseux et ganglionnaires non rachidiens (Destroy)

• Contexte et justification

La radiothérapie corporelle ablative stéréotaxique (SABR) est indiquée chez les patients atteints d'une maladie oligométastatique, oligoprogressive ou traditionnellement radiorésistante, qui présentent souvent peu ou pas de symptômes associés [1, 2]. Cependant, comme il s'agit d'une technique relativement nouvelle, les informations sur l'ordonnancement optimal font défaut. Même les essais randomisés prospectifs sur le SABR pour la maladie oligométastatique permettent généralement d'utiliser différents schémas de fractionnement [3]. Cela est particulièrement vrai pour les métastases osseuses et ganglionnaires non vertébrales, où la littérature est rare voire inexistante et où de nombreux schémas différents sont utilisés, même au sein d'un même centre [4,5].

Il existe également des preuves émergentes que le SABR peut stimuler la réponse immunitaire, par une variété de mécanismes tels que l'augmentation de l'expression du récepteur de type péage 4 (TLR4) sur les cellules dendritiques, l'augmentation de l'amorçage des cellules T dans les ganglions lymphatiques drainants et l'augmentation de la présentation de l'antigène des cellules tumorales. par les cellules dendritiques [6]. Encore une fois, il n'est pas clair quel programme de fractionnement provoque la réponse immunitaire la plus robuste. Par exemple, en combinaison avec l'immunothérapie à l'antigène 4 associé aux lymphocytes T cytotoxiques (anti-CTLA-4), différents régimes de radiothérapie dans deux modèles de carcinome se développant chez des souris syngéniques ont été comparés [7]. Des différences marquées dans l'induction de lymphocytes T spécifiques de la tumeur et d'un effet abscopal ont été observées. Chaque régime avait une capacité similaire à inhiber la croissance de la tumeur irradiée lorsque le rayonnement était utilisé seul. L'ajout d'anti-CTLA-4 a cependant entraîné une régression complète de la majorité des tumeurs irradiées et un effet abscopal chez les souris recevant un régime hypofractionné (3 fractions de 8 Gy) mais pas chez les souris traitées avec une dose unique de 20 Gy. Un régime fractionné supplémentaire (5 fractions de 6 Gy) a été testé, qui a montré des résultats intermédiaires. Ceci indique qu'une fenêtre thérapeutique spécifique peut exister pour une utilisation optimale de la radiothérapie comme adjuvant immunitaire.

Le moment semble opportun pour comparer les schémas stéréotaxiques les plus couramment utilisés en termes de toxicité et d'efficacité.

- Conception d'essai

Un minimum de trente patients sera inclus pour chaque niveau de dose. Un intervalle d'au moins 24 semaines entre le premier traitement du patient et le prochain traitement du patient à chaque niveau de dose sera respecté. Dans l'intervalle, davantage de patients seront inclus dans le niveau de dose précédent, dans le but d'établir les critères d'évaluation secondaires. Dans le cas où 1 à 5 patients présentent une toxicité limitant la dose (DLT) 6 mois après la SABR, trente patients supplémentaires seront inclus au même niveau de dose. La dose maximale tolérée sera définie comme le niveau de dose en dessous duquel au moins 10 patients présentent une toxicité dose-limitante à 6 mois après SABR.

• Procédures d'essai

Enregistrement de la toxicité : étude préalable ; dernier jour du SABR ; 3 mois après SABR ; 6 mois après SABR ; tous les 3 mois (première année après SABR); tous les 6 mois (deuxième année après SABR); annuellement par la suite.

Enregistrement de la qualité de vie : pré-étude ; dernier jour du SABR ; 3 mois après SABR ; 6 mois après SABR ; tous les 3 mois (première année après SABR); tous les 6 mois (deuxième année après SABR); annuellement par la suite.

Échantillon de sang : chaque fraction SABR ; 3 mois après SABR ; 6 mois après SABR Imagerie : 6 mois après SABR. Toute imagerie est considérée comme standard et doit au minimum inclure une tomodensitométrie de la ou des lésions irradiées, mais peut également inclure une IRM et/ou une TEP-TDM (avec tout traceur pertinent) si standard pour cette malignité.

- Recherche de traduction

À l'heure actuelle, on ignore beaucoup de choses sur le mécanisme de la radiothérapie et du SABR en particulier. De plus, seuls quelques biomarqueurs prédictifs de la réponse à la radiothérapie ont été étudiés de manière appropriée en milieu clinique et aucun de ces biomarqueurs n'est actuellement utilisé en clinique pour aider à la sélection du patient, de la dose ou du calendrier. Par conséquent, des biopsies liquides seront collectées tout au long de cette étude pour la biobanque.

Une mesure intéressante des dommages à l'ADN dans les cellules tumorales circulantes (CTC) est le γ-H2AX, un biomarqueur des cassures double brin de l'ADN induites par les rayonnements [9]. Il devient également clair qu'en plus d'avoir des effets cytotoxiques et cytostatiques sur les cellules malignes, la radiothérapie a des fonctions immunomodulatrices à plusieurs volets se manifestant localement (dans les lésions irradiées) et systémiques (dans les lésions non irradiées et dans la circulation). Cependant, les mécanismes par lesquels le rayonnement induit des lymphocytes T anti-tumoraux restent flous. Apparemment, l'exonucléase d'ADN Trex1 est induite par des doses de rayonnement supérieures à 12-18 Gy dans différentes cellules cancéreuses et atténue leur immunogénicité en dégradant l'ADN qui s'accumule dans le cytosol lors du rayonnement. L'ADN cytosolique stimule la sécrétion d'interféron-b par les cellules cancéreuses suite à l'activation du capteur d'ADN cGAS et de son effecteur en aval STING. Des irradiations répétées à des doses qui n'induisent pas Trex1 amplifient la production d'interféron-b, entraînant le recrutement et l'activation de cellules dendritiques dépendantes de Batf3 [10]. Cet effet est essentiel pour l'amorçage des lymphocytes T CD8+ qui interviennent dans le rejet systémique de la tumeur (effet abscopal). Ces données suggèrent un lien entre les effets immunostimulants des radiations et la réponse aux dommages à l'ADN.

1. Échantillons requis

   La biopsie liquide dans cette étude comprend des échantillons de sang périphérique (tubes 1 x 9 mL EDTA et 1 x 9 mL CPT), à prélever lors de la simulation, immédiatement après chaque fraction, environ 48 heures après la dernière fraction, et à 3 et 6 mois de suivi. pour la biobanque.

2. Évaluation des cytokines circulantes

   Un tube de sang EDTA donne généralement 4 mL de plasma, qui peut être divisé en deux pour l'analyse de l'ADN libre circulant (cfDNA) (vide infra) et pour la mesure des concentrations de protéines des cytokines circulantes. Ce dernier peut être effectué à l'aide de dosages Luminex et nécessite un volume d'entrée de 100 µL par dosage, permettant de profiler 20 cytokines à l'aide de 2 mL de plasma. Le plasma doit être conservé à -80°C. Dans ces conditions, la plupart des cytokines sont stables jusqu'à deux ans sous réserve que les cycles de congélation-décongélation soient évités [11].

3. cfDNA pour le séquençage peu profond du génome entier

   Pour le séquençage passe-bas du génome entier cfDNA, le cfDNA doit d'abord être extrait d'échantillons de plasma avec un volume de départ typique de 1 mL. Les concentrations de cfDNA à partir de 1 ml de plasma, dans un volume d'élution final de 50 µl, sont très variables et dépendent de la charge tumorale (plage de 0,2 ng/µl à 62,8 ng/µl). Par conséquent, le rendement calculé en cfDNA à partir de 1 ml de plasma varie de 10 ng à 3 140 ng. Pour le séquençage passe-bas du génome entier à l'aide du kit de bibliothèque Thru-PLEX DNA-seq, 2 ng de cfDNA sont nécessaires, ce qui suggère qu'1 mL de plasma devrait être suffisant dans la plupart des cas. Pour éviter l'abandon du patient en raison d'un matériel de départ insuffisant, la biobanque de 2 mL de plasma aliquoté en unités de 400 µL à -80 oC est recommandée. Un exemple d'analyse est fourni dans Li et al, Mol Oncology, 2017 [12].

4. Analyse par cytométrie en flux des cellules immunitaires

   Les cellules mononucléaires du sang périphérique (PBMC) peuvent être isolées du sang veineux hépariné par centrifugation sur un gradient de Ficoll-Hypaque dans les 4 h suivant la ponction veineuse. Les PBMC peuvent être cryoconservés dans de l'azote liquide dans du sérum bovin fœtal inactivé par la chaleur (FBS) additionné de 10 % de diméthylsulfoxyde (DMSO) jusqu'à l'analyse. Après analyse, les cellules sont décongelées par immersion à 37° pendant 1 à 2 minutes et remises en suspension dans un milieu contenant du milieu de Dulbecco modifié d'Iscove (IMDM) additionné de 20 % de FBS et de 1 % de glutamine [13].

   - Approbation éthique et réglementaire

   L'essai sera mené conformément aux principes de la Déclaration d'Helsinki (64e Assemblée générale de la WMA, Fortaleza, Brésil, octobre 2013), aux principes des BPC et à toutes les exigences réglementaires applicables. Le protocole d'étude sera amendé par le comité d'éthique (CE) des hôpitaux GZA, Belgique. Tout amendement ultérieur au protocole sera soumis au CE pour approbation.

   - Le traitement des données

   Toutes les données seront collectées de manière prospective par les essais cliniques en oncologie (www.clinicaltrialsoncology.be) des hôpitaux GZA, campus Sint Augustinus.

   - Politique de publication

   Les publications seront coordonnées par le chercheur principal (PD) et les co-chercheurs (PM & DV). La paternité des publications sera déterminée conformément aux exigences publiées par le Comité international des éditeurs de revues médicales et conformément aux exigences de la revue médicale respective.

   - Assurance/Indemnité

   Conformément à la loi belge relative aux expérimentations sur des personnes humaines en date du 7 mai 2004, le Promoteur assumera, même sans faute, la responsabilité de tout dommage subi par un Patient de l'Étude et lié directement ou indirectement à la participation à l'Étude, et devra indemniser donc par le biais de son assurance.