Próba eskalacji dawki stereotaktycznej ablacyjnej radioterapii ciała w przypadku skąpoprzerzutowych kości i węzłów chłonnych poza kręgosłupem (Destroy)

• Tło i uzasadnienie

Stereotaktyczna ablacyjna radioterapia ciała (SABR) jest wskazana u pacjentów z nielicznymi przerzutami, oligoprogresją lub tradycyjnie opornymi na promieniowanie, u których często występują minimalne objawy towarzyszące lub nie występują one wcale [1, 2]. Jednakże, ponieważ jest to stosunkowo nowa technika, brakuje informacji na temat optymalnego planowania. Nawet prospektywne badania z randomizacją dotyczące SABR w przypadku skąpoprzerzutowej choroby zazwyczaj pozwalają na zastosowanie różnych schematów frakcjonowania [3]. Jest to szczególnie prawdziwe w przypadku przerzutów do kości innych niż kręgosłup i węzłów chłonnych, gdzie literatura jest skąpa lub nie istnieje i stosuje się wiele różnych schematów, nawet w obrębie jednego ośrodka [4,5].

Pojawiają się również dowody na to, że SABR może stymulować odpowiedź immunologiczną poprzez różne mechanizmy, takie jak zwiększanie ekspresji receptora toll-like 4 (TLR4) na komórkach dendrytycznych, zwiększanie pobudzenia komórek T w drenujących węzłach chłonnych i zwiększanie prezentacji antygenu w komórkach nowotworowych przez komórki dendrytyczne [6]. Ponownie, nie jest jasne, który schemat frakcjonowania wywołuje najsilniejszą odpowiedź immunologiczną. Na przykład, w połączeniu z immunoterapią antygenem 4 związanym z cytotoksycznymi limfocytami T (anty-CTLA-4), porównano różne schematy naświetlania w dwóch modelach raka rosnących u myszy syngenicznych [7]. Zaobserwowano wyraźne różnice w indukcji limfocytów T specyficznych dla nowotworu i efektu abskopalnego. Każdy schemat miał podobną zdolność do hamowania wzrostu napromienianego guza, gdy stosowano samo promieniowanie. Dodatek anty-CTLA-4 spowodował jednak całkowitą regresję większości napromienianych guzów i efekt abskopalny u myszy otrzymujących schemat hipofrakcjonowania (3 frakcje po 8 Gy), ale nie u myszy leczonych pojedynczą dawką 20 Gy. Przetestowano dodatkowy schemat frakcjonowany (5 frakcji po 6 Gy), który dał wyniki pośrednie. Wskazuje to, że może istnieć określone okno terapeutyczne dla optymalnego wykorzystania radioterapii jako adiuwanta immunologicznego.

Wydaje się, że nadszedł odpowiedni moment, aby porównać najczęściej stosowane schematy stereotaktyczne pod względem toksyczności i skuteczności.

- Projekt próbny

Dla każdego poziomu dawki zostanie włączonych co najmniej trzydziestu pacjentów. Należy przestrzegać co najmniej 24-tygodniowego odstępu między pierwszym leczeniem pacjenta a kolejnym leczeniem pacjenta przy każdym poziomie dawki. W międzyczasie więcej pacjentów zostanie włączonych do poprzedniego poziomu dawki w celu ustalenia drugorzędowych punktów końcowych. W przypadku wystąpienia 1-5 pacjentów z toksycznością ograniczającą dawkę (DLT) 6 miesięcy po SABR, trzydziestu dodatkowych pacjentów zostanie włączonych do tego samego poziomu dawki. Maksymalna tolerowana dawka zostanie zdefiniowana jako poziom dawki, poniżej którego u co najmniej 10 pacjentów występuje toksyczność ograniczająca dawkę po 6 miesiącach od SABR.

• Procedury próbne

Rejestracja toksyczności: badanie wstępne; ostatni dzień SABR; 3 miesiące po SABR; 6 miesięcy po SABR; co 3 miesiące (pierwszy rok po SABR); co 6 miesięcy (drugi rok po SABR); następnie corocznie.

Rejestracja QoL: przed badaniem; ostatni dzień SABR; 3 miesiące po SABR; 6 miesięcy po SABR; co 3 miesiące (pierwszy rok po SABR); co 6 miesięcy (drugi rok po SABR); następnie corocznie.

Próbka krwi: każda frakcja SABR; 3 miesiące po SABR; 6 miesięcy po SABR Imaging: 6 miesięcy po SABR. Wszystkie obrazowania są uważane za standardowe i powinny minimalnie obejmować tomografię komputerową naświetlanej zmiany (zmian), ale mogą również obejmować MRI i / lub PET-CT (z dowolnym odpowiednim znacznikiem), jeśli jest to standard dla tego nowotworu.

- Wyszukiwanie tłumaczenia

Obecnie niewiele wiadomo na temat mechanizmu radioterapii, aw szczególności SABR. Co więcej, tylko kilka biomarkerów prognostycznych odpowiedzi na radioterapię zostało odpowiednio zbadanych w warunkach klinicznych i żaden z tych biomarkerów nie jest obecnie stosowany w klinice do wspomagania wyboru pacjenta, dawki lub schematu leczenia. W związku z tym płynne biopsje będą zbierane w trakcie tego badania do biobankowania.

Interesującą miarą uszkodzenia DNA w krążących komórkach nowotworowych (CTC) jest γ-H2AX, biomarker pęknięć dwuniciowych DNA wywołanych promieniowaniem [9]. Staje się również jasne, że radioterapia, poza pośredniczeniem w działaniu cytotoksycznym i cytostatycznym na komórki nowotworowe, pełni wielokierunkowe funkcje immunomodulacyjne, objawiające się lokalnie (w obrębie zmian napromieniowanych) i ogólnoustrojowo (w obrębie zmian nienapromieniowanych oraz w układzie krążenia). Jednak mechanizmy, dzięki którym promieniowanie indukuje przeciwnowotworowe limfocyty T, pozostają niejasne. Najwyraźniej egzonukleaza DNA Trex1 jest indukowana przez dawki promieniowania powyżej 12-18 Gy w różnych komórkach nowotworowych i osłabia ich immunogenność poprzez degradację DNA, które gromadzi się w cytosolu po napromieniowaniu. Cytosolowy DNA stymuluje wydzielanie interferonu b przez komórki nowotworowe po aktywacji czujnika DNA cGAS i jego efektora STING. Powtarzane napromieniowanie dawkami, które nie indukują Trex1, wzmacnia produkcję interferonu-b, co skutkuje rekrutacją i aktywacją komórek dendrytycznych zależnych od Batf3 [10]. Efekt ten jest niezbędny do pobudzenia limfocytów T CD8+, które pośredniczą w ogólnoustrojowym odrzuceniu nowotworu (efekt abscopal). Dane te sugerują związek między immunostymulującymi efektami promieniowania a reakcją na uszkodzenie DNA.

1. Wymagane próbki

   Płynna biopsja w tym badaniu obejmuje próbki krwi obwodowej (probówki 1x 9 ml EDTA i 1x 9 ml CPT), które należy pobrać podczas symulacji, bezpośrednio po każdej frakcji, około 48 godzin po ostatniej frakcji oraz po 3 i 6 miesiącach obserwacji do biobankowania.

2. Ocena krążących cytokin

   Jedna probówka z EDTA zawiera zazwyczaj 4 ml osocza, które można podzielić na pół w celu analizy krążącego wolnego DNA (cfDNA) (patrz poniżej) oraz pomiaru stężenia białek krążących cytokin. To ostatnie można wykonać za pomocą testów Luminex i wymaga objętości wejściowej 100 µl na test, co pozwala na profilowanie 20 cytokin przy użyciu 2 ml osocza. Osocze należy przechowywać w temperaturze -80°C. W tych warunkach większość cytokin jest stabilna przez okres do dwóch lat, przy założeniu, że unika się cykli zamrażania i rozmrażania [11].

3. cfDNA do płytkiego sekwencjonowania całego genomu

   W celu przeprowadzenia dolnoprzepustowego sekwencjonowania całego genomu cfDNA należy najpierw wyekstrahować cfDNA z próbek osocza o typowej początkowej objętości 1 ml. Stężenia cfDNA z 1 ml osocza, w końcowej objętości elucji 50 µl, są bardzo zmienne i zależą od wielkości guza (zakres od 0,2 ng/µl do 62,8 ng/µl). Stąd obliczona wydajność cfDNA z 1 ml osocza mieści się w zakresie od 10 ng do 3140 ng. Do niskoprzepustowego sekwencjonowania całego genomu przy użyciu zestawu Thru-PLEX DNA-seq Library Kit wymagane są 2 ng cfDNA, co sugeruje, że w większości przypadków wystarczy 1 ml osocza. Aby uniknąć rezygnacji pacjenta z powodu niewystarczającej ilości materiału wyjściowego, zaleca się utworzenie biobanku 2 ml osocza podzielonego na porcje po 400 µl w temperaturze -80oC. Przykładową analizę przedstawiono w Li i wsp., Mol Oncology, 2017 [12].

4. Analiza cytometrii przepływowej komórek odpornościowych

   Komórki jednojądrzaste krwi obwodowej (PBMC) można izolować z heparynizowanej krwi żylnej przez odwirowanie w gradiencie Ficoll-Hypaque w ciągu 4 godzin od nakłucia żyły. PBMC można kriokonserwować w ciekłym azocie w inaktywowanej termicznie płodowej surowicy bydlęcej (FBS) uzupełnionej 10% sulfotlenkiem dimetylu (DMSO) do czasu analizy. Po analizie komórki rozmraża się przez zanurzenie w temperaturze 37° na 1-2 minuty i ponownie zawiesza w pożywce zawierającej pożywkę Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM) uzupełnioną 20% FBS i 1% glutaminą [13].

   - Zatwierdzenia etyczne i regulacyjne

   Badanie zostanie przeprowadzone zgodnie z zasadami Deklaracji Helsińskiej (64. Zgromadzenie Ogólne WMA, Fortaleza, Brazylia, październik 2013 r.), zasadami GCP oraz wszystkimi obowiązującymi wymogami regulacyjnymi. Protokół badania zostanie zmieniony w Komisji Etyki (EC) szpitali GZA w Belgii. Każda kolejna zmiana protokołu zostanie przedłożona KE do zatwierdzenia.

   - Przetwarzanie danych

   Wszystkie dane będą prospektywnie gromadzone przez onkologię ds. badań klinicznych (www.clinicaltrialsoncology.be) szpitali GZA, kampusu Sint Augustinus.

   - Polityka wydawnicza

   Publikacje będą koordynowane przez głównego badacza (PD) i współbadaczy (PM i DV). Autorstwo publikacji zostanie ustalone zgodnie z wymaganiami opublikowanymi przez International Committee of Medical Journal Editors oraz zgodnie z wymaganiami odpowiedniego czasopisma medycznego.

   - Ubezpieczenie/odszkodowanie

   Zgodnie z belgijską ustawą z dnia 7 maja 2004 r. dotyczącą eksperymentów na ludziach, Sponsor przyjmuje, nawet bez winy, odpowiedzialność za wszelkie szkody poniesione przez Badanego Pacjenta i związane bezpośrednio lub pośrednio z udziałem w Badaniu oraz zapewnić odszkodowanie poprzez swoje ubezpieczenie.