Un ensayo de escalada de dosis de radioterapia corporal ablativa estereotáctica para oligometastastos de ganglios linfáticos y huesos no espinales (Destroy)

• Antecedentes y justificación

La radioterapia corporal ablativa estereotáctica (SABR) está indicada en pacientes con enfermedad oligometastásica, oligoprogresiva o tradicionalmente radiorresistente, que a menudo se presentan con síntomas mínimos o sin síntomas asociados [1, 2]. Sin embargo, dado que esta es una técnica relativamente nueva, falta información sobre la programación óptima. Incluso los ensayos aleatorios prospectivos sobre SABR para la enfermedad oligometastásica suelen permitir el uso de diferentes programas de fraccionamiento [3]. Esto es especialmente cierto para las metástasis en los ganglios linfáticos y los huesos que no son de la columna vertebral, donde la literatura es escasa o inexistente y se utilizan muchos programas diferentes, incluso dentro de un solo centro [4,5].

También hay evidencia emergente de que SABR puede estimular la respuesta inmunitaria, mediante una variedad de mecanismos, como el aumento de la expresión del receptor tipo toll 4 (TLR4) en las células dendríticas, el aumento de la preparación de las células T en los ganglios linfáticos de drenaje y el aumento de la presentación de antígenos en las células tumorales. por las células dendríticas [6]. Una vez más, no está claro qué programa de fraccionamiento provoca la respuesta inmunitaria más robusta. Por ejemplo, en combinación con inmunoterapia con antígeno 4 asociado a linfocitos T citotóxicos (anti-CTLA-4), se compararon diferentes regímenes de radiación en dos modelos de carcinoma que crecían en ratones singénicos [7]. Se observaron marcadas diferencias en la inducción de células T específicas de tumor y de un efecto abscopal. Cada régimen tenía una capacidad similar para inhibir el crecimiento del tumor irradiado cuando la radiación se usaba sola. Sin embargo, la adición de anti-CTLA-4 provocó la regresión completa de la mayoría de los tumores irradiados y un efecto abscopal en los ratones que recibieron un régimen hipofraccionado (3 fracciones de 8 Gy), pero no en los ratones tratados con una dosis única de 20 Gy. Se probó un régimen fraccionado adicional (5 fracciones de 6 Gy), que mostró resultados intermedios. Esto indica que puede existir una ventana terapéutica específica para el uso óptimo de la radioterapia como adyuvante inmunológico.

Parece un momento oportuno para comparar los regímenes estereotácticos más utilizados en cuanto a toxicidad y eficacia.

- Diseño de prueba

Se incluirá un mínimo de treinta pacientes para cada nivel de dosis. Se respetará un intervalo de al menos 24 semanas desde el primer tratamiento del paciente hasta el siguiente tratamiento del paciente en cada nivel de dosis. Mientras tanto, se incluirán más pacientes en el nivel de dosis anterior, en un esfuerzo por establecer los criterios de valoración secundarios. En caso de que 1-5 pacientes presenten toxicidad limitante de la dosis (DLT) a los 6 meses después de SABR, se incluirán treinta pacientes adicionales con el mismo nivel de dosis. La dosis máxima tolerada se definirá como el nivel de dosis por debajo del cual al menos 10 pacientes presentan una toxicidad limitante de la dosis a los 6 meses después de SABR.

• Procedimientos de prueba

Registro de toxicidad: Pre-estudio; último día de SABR; 3 meses después de SABR; 6 meses después de SABR; cada 3 meses (primer año después de SABR); cada 6 meses (segundo año después de SABR); anual a partir de entonces.

Registro de CV: Pre-estudio; último día de SABR; 3 meses después de SABR; 6 meses después de SABR; cada 3 meses (primer año después de SABR); cada 6 meses (segundo año después de SABR); anual a partir de entonces.

Muestra de sangre: cada fracción SABR; 3 meses después de SABR; 6 meses después de SABR Imágenes: 6 meses después de SABR. Todas las imágenes se consideran estándar y deben incluir como mínimo una TC de la(s) lesión(es) irradiada(s), pero también pueden incluir RM y/o TEP-TC (con cualquier trazador relevante) si son estándar para esa malignidad.

- Investigación traslacional

Por el momento, se desconoce mucho sobre el mecanismo de la radioterapia y de SABR en particular. Además, solo unos pocos biomarcadores predictivos de respuesta a la radioterapia se han investigado adecuadamente en entornos clínicos y ninguno de estos biomarcadores se emplea actualmente en la clínica para ayudar en la selección del paciente, la dosis o el programa. Por lo tanto, se recolectarán biopsias líquidas a lo largo del curso de este estudio para el biobanco.

Una medida interesante del daño del ADN en las células tumorales circulantes (CTC) es γ-H2AX, un biomarcador para roturas de doble cadena de ADN inducidas por radiación [9]. También está quedando claro que, además de mediar los efectos citotóxicos y citostáticos sobre las células malignas, la radioterapia tiene múltiples funciones inmunomoduladoras que se manifiestan localmente (dentro de las lesiones irradiadas) y sistémicamente (dentro de las lesiones no irradiadas y en la circulación). Sin embargo, los mecanismos por los cuales la radiación induce células T antitumorales siguen sin estar claros. Aparentemente, la exonucleasa de ADN Trex1 es inducida por dosis de radiación superiores a 12-18 Gy en diferentes células cancerosas y atenúa su inmunogenicidad al degradar el ADN que se acumula en el citosol tras la radiación. El ADN citosólico estimula la secreción de interferón-b por parte de las células cancerosas luego de la activación del sensor de ADN cGAS y su efector aguas abajo STING. La irradiación repetida a dosis que no inducen Trex1 amplifica la producción de interferón-b, lo que resulta en el reclutamiento y la activación de células dendríticas dependientes de Batf3 [10]. Este efecto es esencial para el cebado de las células T CD8+ que median el rechazo tumoral sistémico (efecto abscopal). Estos datos sugieren un vínculo entre los efectos inmunoestimuladores de la radiación y la respuesta al daño del ADN.

1. Muestras requeridas

   La biopsia líquida en este estudio comprende muestras de sangre periférica (1 tubo de EDTA de 9 ml y 1 tubo de CPT de 9 ml), que se tomarán en la simulación, inmediatamente después de cada fracción, aproximadamente 48 horas después de la última fracción y a los 3 y 6 meses de seguimiento. para biobancos.

2. Evaluación de las citocinas circulantes

   Un tubo de sangre con EDTA generalmente produce 4 ml de plasma, que se puede dividir por la mitad para el análisis de ADN libre circulante (cfDNA) (vide infra) y para la medición de las concentraciones de proteínas de las citoquinas circulantes. Esto último se puede realizar mediante ensayos Luminex y requiere un volumen de entrada de 100 µl por ensayo, lo que permite perfilar 20 citocinas utilizando 2 ml de plasma. El plasma debe mantenerse a -80° C. En estas condiciones, la mayoría de las citocinas son estables hasta dos años bajo la premisa de que se evitan los ciclos de congelación y descongelación [11].

3. cfDNA para la secuenciación superficial del genoma completo

   Para la secuenciación del genoma completo de paso bajo de cfDNA, primero se debe extraer el cfDNA de las muestras de plasma con un volumen inicial típico de 1 ml. Las concentraciones de cfDNA de 1 mL de plasma, en un volumen de elución final de 50 µL, son muy variables y dependen de la carga tumoral (rango de 0,2 ng/µL a 62,8 ng/µL). Por lo tanto, el rendimiento de cfDNA calculado a partir de 1 ml de plasma oscila entre 10 ng y 3140 ng. Para la secuenciación del genoma completo de paso bajo con el kit de biblioteca Thru-PLEX DNA-seq, se requieren 2 ng de cfDNA, lo que sugiere que 1 ml de plasma debería ser suficiente en la mayoría de los casos. Para evitar el abandono del paciente debido a la insuficiencia de material de partida, se recomienda el biobanco de 2 ml de plasma en alícuotas en unidades de 400 µl a -80 °C. Se proporciona un análisis ejemplar en Li et al, Mol Oncology, 2017 [12].

4. Análisis de citometría de flujo de células inmunitarias

   Las células mononucleares de sangre periférica (PBMC) se pueden aislar de sangre venosa heparinizada mediante centrifugación en un gradiente de Ficoll-Hypaque dentro de las 4 h posteriores a la venopunción. Las PBMC pueden criopreservarse en nitrógeno líquido en suero fetal bovino (FBS) inactivado por calor complementado con sulfóxido de dimetilo (DMSO) al 10 % hasta el análisis. Tras el análisis, las células se descongelan sumergiéndolas a 37° durante 1-2 minutos y se resuspenden en un medio que contiene medio de Dulbecco modificado por Iscove (IMDM) suplementado con FBS al 20 % y glutamina al 1 % [13].

   - Ética y aprobación regulatoria

   La prueba se llevará a cabo de conformidad con los principios de la Declaración de Helsinki (64.ª Asamblea General de la AMM, Fortaleza, Brasil, octubre de 2013), los principios de GCP y todos los requisitos reglamentarios aplicables. El protocolo del estudio será modificado por el Comité de Ética (CE) de los Hospitales GZA, Bélgica. Cualquier modificación posterior del protocolo se presentará al CE para su aprobación.

   - Manejo de datos

   Todos los datos serán recopilados prospectivamente por la oncología de ensayos clínicos (www.clinicaltrialsoncology.be) de los hospitales GZA, campus Sint Augustinus.

   - Política de publicación

   Las publicaciones serán coordinadas por el Investigador Principal (PD) y los coinvestigadores (PM & DV). La autoría de las publicaciones se determinará de acuerdo con los requisitos publicados por el Comité Internacional de Editores de Revistas Médicas y de acuerdo con los requisitos de la revista médica respectiva.

   - Seguro/Indemnización

   De conformidad con la Ley belga relativa a los experimentos con personas del 7 de mayo de 2004, el Patrocinador asumirá, incluso sin culpa, la responsabilidad de cualquier daño sufrido por un Paciente del estudio y relacionado directa o indirectamente con la participación en el Estudio, y deberá indemnizar por lo tanto a través de su seguro.