치주염 환자의 치은연하 페리돈토파트고겐에 대한 접근 플랩 수술의 유효성

본 연구의 참가자는 2017년 치주 질환 및 상태 분류를 위한 세계 워크숍에서 확립된 기준에 따라 결정된 III기 B 치주염 진단을 받은 개인이었습니다.

비수술적 치주 치료는 연구에 참여할 예정인 환자의 모든 사분면에 초음파 장치(Cavitron Plus, Dentsply®, Duisburg)와 함께 치주 손 기구(Gracey curettes, Hu-Friedy®; Chicago, IL)를 사용하여 시행되었습니다. , 독일). 각 환자는 비수술적 치주 치료의 첫 번째 단계를 거쳤습니다. 여기에는 치은연상 침착물의 기계적 제거, 동기 부여, 치간 플라그 제어 및 수정된 Bass 기술을 사용한 칫솔질을 포함한 맞춤형 구강 위생 지침이 포함되었습니다. 초기 세션 후 첫 주에 치은연하 기구(SI)를 포함하는 비수술적 치주 치료의 두 번째 단계가 동일한 맹검 시술자에 의해 단일 약속으로 4개 사분면 모두에서 수행되었습니다. 환자들은 처방된 약이나 구강 청결제를 받지 않았습니다. SI 후 1개월 후속 방문(수술 전 14일)에서 환자를 임상적으로 재검사하고 포함/제외 기준 준수 여부를 재평가했습니다. 깊은 잔존 주머니(PD ≥ 6mm)가 있는 것으로 나타나는 접근 피판 수술이 필요한 환자를 식별하고 무작위화 절차를 거쳤습니다. 치주 수술이 예정된 참여 환자의 다양한 부위는 무작위 배정 절차를 통해 접근 플랩 수술 부위(시험군) 또는 치료되지 않은 부위(대조군)로 지정되었습니다. 접근 플랩 수술이 필요하지 않다고 결정된 다른 환자들은 연구에 포함되지 않았으며 대신 반복적인 치은연하 기구 사용 또는 지지적인 치주 관리 프로그램에 등록되었습니다.

등록 방문 동안 환자에게 연속적인 오름차순 번호가 지정되었습니다. 연구가 시작되기 전에, 치료 사분면의 순서는 컴퓨터 난수 생성기에 의해 생성된 무작위 시퀀스를 사용하여 검사 또는 치료 과정에 직접 참여하지 않은 연구자에 의해 무작위화되었습니다. 할당 은폐는 순차적으로 번호가 매겨진 불투명 봉인 봉투를 사용하여 이루어졌습니다. 이러한 과정을 바탕으로 오른쪽과 왼쪽 부위의 치아를 실험군으로 지정하고 반대쪽 부위의 치아를 대조군으로 배정하였다. 할당량은 치주 검사와 기록 전반에 걸쳐 검사관에게 숨겨져 있었고, 첫 번째 치료 방문까지 시술자는 봉투를 열지 않았습니다.

연구 기준을 충족한 각 환자는 다음 중 하나를 받았습니다. 입의 한쪽은 AFS로 치료하고 반대쪽 사분면은 대조군으로 사용했습니다. 모든 접근 수술은 동일한 맹검 치주 전문의에 의해 수행되었습니다. 국소 마취 후 점막골막 플랩을 올리고 미세 수술 도구(블레이드, 메스, 바늘 홀더, 가위 및 핀셋, Carl Martin GmbH, Solingen, Germany)를 사용하여 단순화된 지침에 따라 처리했습니다. 유두 보존 피판(SPFF) 기술. 치조골에 부착된 육아 조직을 절제하여 치근 표면에 대한 완전한 접근과 최적의 가시성을 확보했습니다. 또한 초음파와 손 기구를 조합하여 기구를 사용하였고 플랩 시술 중 치조골 변형은 시행하지 않았습니다. 이어서, 점막골막판을 재배치하고 모노필라멘트 봉합 재료(5/0 Propilen, Dogsan, Türkiye)를 사용하는 근위 단순 봉합사로 일차적으로 봉합했습니다. 환자에게는 수술 후 권장 사항이 주어졌습니다. 그러나 약은 처방되지 않았습니다.

프로빙 깊이(PD)(mm), 임상 부착 수준(CAL)(mm), 프로빙 시 출혈(BOP)(±), 치은 지수(GI) 및 플라크 지수(PI)를 포함한 치주 측정을 두 개의 개별 시간에 평가했습니다. 실험 부위를 보지 못한 교정된 치주 전문의에 의한 간격.20 이러한 측정은 다음을 사용하여 각 치아의 6가지 다른 측면(원위 협측/순측, 중앙 협측/순측, 근심-협측/순측, 원위 설측/구개측, 중간 설측/구개측, 근심-설측/구개측)에 대해 수행되었습니다. 수동 치주 프로브(Williams 프로브, Hu-Friedy®, Chicago, IL)를 사용하여 평균값을 계산했습니다. 치주 조직의 치유를 평가하기 위해 접근 플랩 수술 전과 4주 후에 상세한 치주 점수를 기록했습니다.

각 환자에 대해 기록된 치주 점수 중 가장 높은 점수(PD ≥6 mm, CAL ≥5 mm)를 나타내는 4개의 치아(치료군 2개, 대조군 2개)가 치은연하 플라크 샘플링을 위한 기증 부위로 지정되었습니다. 임상 측정을 담당하는 연구자가 수술 전과 수술 후 1개월 동안 샘플 수집을 수행했습니다. 멸균 면봉을 사용하여 샘플링 부위를 분리한 후 치아 표면에서 치은연상 플라크를 제거했습니다. 그 후, 멸균된 종이 포인트(Paperpoint #50, EndoPoint®, Paraiba do Sul, RJ, Brazil)를 지정된 치주 포켓에 섬세하게 삽입하여 가벼운 저항이 나타날 때까지 부드러운 압력을 가했습니다. 종이 포인트를 치주 포켓 내에 20초 동안 유지한 후 멸균 미세원심분리 튜브로 조심스럽게 옮기고 안전하게 뚜껑을 닫아 보관했습니다. 샘플은 Trakya University Technology Research and Development Application Center의 -80°C 냉동고에 보관되었습니다.

치은연하 치주병원체의 분자 유전적 식별 및 정량화는 그룹 분포를 알지 못하는 시술자에 의해 수행되었습니다. PureLink® Genomic DNA Mini Kit(INVITROGEN, Massachusetts, USA)를 DNA 분리에 사용했습니다. 1.5ml 원심분리 튜브 내의 샘플은 -80°C 냉동고에서 꺼낸 후 용해를 위해 실온에서 해동되었습니다. DNA 분리는 세포 용해, 필터막에 대한 DNA 결합, 세척 및 용출의 순차적 단계를 포함하여 제조업체의 지침에 따라 진행되었습니다. 이어서, 샘플이 담긴 튜브를 21,300 x g에서 1분간 원심분리하여 순수한 미생물 게놈 DNA를 확보하였다. 이렇게 분리된 DNA 샘플은 PCR 단계까지 -20˚C에서 보존되었습니다.

실시간 정량적 PCR 방법론에서는 5' 및 3' 말단에 형광 색소(형광 물질)로 표지된 TaqMan® 프로브(Applied Biosystems™, CA, USA)를 사용했습니다. TaqMan Multiplex Master 키트는 프라이머와 프로브를 제외하고 qPCR을 수행하는 데 필요한 모든 구성 요소를 편리하게 사전 혼합한 것입니다. 여기에는 DNA 중합효소, dNTP(아데노신 삼인산, 구아노신 삼인산, 티미딘 삼인산, 시티딘 삼인산), KCL 또는 MgCL2 및 중합효소 완충액이 포함되어 있습니다. 이 기술의 목적은 알려진 게놈, 플라스미드 또는 상보성 DNA(cDNA) 서열을 정성적 및 정량적으로 검출하는 것입니다.

PCR 분석을 위해 마스터 믹스(Applied Biosystems™, CA, USA) 20μl를 96웰 마이크로플레이트에 넣었습니다. 그런 다음 각 사례에서 채취한 DNA 샘플 5μl를 일부 웰에 추가하여 테스트로 사용하고, 연구에 포함되지 않은 3명의 건강한 환자로부터 채취한 샘플 5μl를 나머지 웰에 추가했습니다. 내부 통제 역할을 하는 우물. 각각 총 부피가 25μL인 이들 혼합물을 PCR 기계(ABI 7500 Fast Real-Time PCR System, Applied Biosystems™, CA, USA)에서 실행했습니다. qPCR 연구 프로토콜에는 다음 단계가 포함되었습니다: 중합효소 활성화 단계( 95°C에서 3분 동안 1사이클), 변성 단계(95°C에서 15초 동안 40사이클) 및 어닐링/연장 단계(5°C에서 30초 동안 40사이클).

qPCR 방법의 맥락에서, 사이클 수의 증가는 형광 염료에 의해 검출되는 DNA 양의 부수적인 증가에 해당합니다. 임계주기 값(Ct)은 증폭 중에 형광 방사선이 미리 정해진 임계값을 초과하는 주기 수를 의미합니다. 본 연구에서는 치은연하 플라크 샘플의 분석 결과에서 얻은 Ct 값을 2-ΔCt 공식에 통합하여 미생물 양에서 발생하는 배수 변화의 차이를 계산했습니다. 첫 번째 달은 다음 공식을 사용하여 계산되었습니다.

ΔCt: [Ct_첫 달의 표적 세균] - [Ct_기준선의 목표 세균] 기준선과 비교한 첫 달의 표적 세균 양의 배수 변화: 2-ΔΔCt 모든 분석은 SPSS 버전 23 소프트웨어 패키지(IBM)를 사용하여 수행되었습니다. Corp, Armonk, NY). 테스트 그룹과 대조 그룹의 두 그룹은 미생물 양의 실질적인 효과 크기(0.4) 차이와 0.05의 유의 수준으로 정의되었습니다. 상관 계수 0.5로 반복 측정의 상관 관계를 평가하기 위해 G*Power 3.1.9.2 소프트웨어를 사용하여 40개 사례(20개 테스트 - 20개 대조)의 표본 크기를 결정했습니다. 유의 수준은 p<0.05로 설정되었습니다.

Shapiro-Wilk 테스트를 사용하여 연속 변수의 정규성을 평가했습니다. 이어서, 정규 분포 가정에 기초하여, 스튜던트 t-테스트 또는 Mann-Whitney U 테스트를 사용하여 독립 그룹 간의 비교를 수행했습니다. 종속 그룹 간의 비교를 위해 분석에서는 paired t-test 또는 Wilcoxon test를 사용했습니다.

연속변수 간의 상관관계는 Spearman 상관분석을 통해 조사하였다. 연속형 변수는 평균±표준편차(SD), 중앙값(사분위간 범위(IQR)), 범위(최소-최대)로 기술되었으며, 범주형 변수는 빈도와 백분율로 표시되었습니다.