Den sirkulerende fibrocytten - en ny og nøyaktig biomarkør for å diagnostisere akutt blindtarmbetennelse hos voksne

Akutt blindtarmbetennelse (AA) er den vanligste abdominale nødsituasjonen. Til tross for den høye prevalensen, er diagnosen blindtarmbetennelse fortsatt en utfordring. Den kliniske presentasjonen er ofte atypisk og symptomene overlapper ofte med mange andre tilstander. Sammen med dette kan unnlatelse av å nå en rask diagnose resultere i uønskede utfall.

Sirkulerende fibrocytter (CF-er) ble først beskrevet i 1994 av Richard Bucala. De er hematopoietiske celler avledet fra benmargen. De sirkulerer i monocyttfraksjonen og kan differensiere til myelofibrocytter, fibroblaster og adipocytter (blant andre celletyper). De har en fremtredende rolle i inflammatoriske og helbredende prosesser, og i utviklingen av fibrose.

Ingen studier til dags dato har undersøkt rollen til CF ved akutt blindtarmbetennelse. Målet med denne kliniske studien var således (1) å avgjøre om CF-er er endret ved akutt blindtarmbetennelse, (2) å vurdere og sammenligne deres diagnostiske nøyaktighet med CRP, WCC, nøytrofiler, lymfocytter, nøytrofiler-lymfocytter ratio (NLR), monocytter , basofile og eosinofiler, og (3) for å bestemme de mest pålitelige prediktorene ved diagnostisering av AA.

En prospektiv kohortstudie ble utført for å (1) bestemme sirkulerende fibrocyttnivåer (CF) hos pasienter med histologisk bekreftet akutt blindtarmbetennelse (AA), og (2) for å bestemme sensitiviteten og spesifisiteten til sirkulerende CF-nivåer i diagnosen AA hos voksne (alder ≥ 16 år) presenterer akutt med smerter i høyre iliac fossa, ved universitetssykehuset Limerick. Diagnosen blindtarmbetennelse ble bekreftet ved histopatologisk vurdering etter blindtarmsoperasjon.

Pasientene ble delt inn i tre kohorter etter deres endelige diagnose ved utskrivning og basert på histopatologiske resultater. (1) pasienter med RIFP som gjennomgikk en blindtarmsoperasjon og hadde normal blindtarm ved histologisk vurdering, dvs. histologisk bevist normal blindtarmsgruppe (HPNG). (2) pasienter med RIFP som gjennomgikk en blindtarmsbetennelse og hadde en betent blindtarm ved histologisk vurdering, dvs. histologisk påvist blindtarmbetennelsegruppe (HPAG). (3) pasienter med RIFP som hadde en annen diagnose ved utskrivning enn blindtarmbetennelse, dvs. alternativ diagnosegruppe (ADG). En annen kohort ble lagt til som (4) friske kontroller.

Data som ble samlet inn inkluderte innleggelsesdato, pasientens kjønn, alder, presenterende symptomer, varighet av symptomer, CF-nivåer, preoperativ WCC og dets forskjeller (nøytrofile, lymfocytter, nøytrofiler-lymfocytter ratio (NLR), monocytter, basofile og eosinofiler), CRP, endelig klinisk diagnose, operasjon og postoperativ diagnose basert på histologisk vurdering.

Perifere veneprøver ble tatt fra pasienter i kohort 1, 2 og 3 (n=80) og friske kontroller (n=15). En enkelt 10 ml prøve av heparinisert venøst ​​blod ble samlet via perifer venepunktur i øvre ekstremiteter. Prøver ble samlet i natriumheparin (EDTA) vacutainer-rør og overført til laboratoriet innen 3 timer. Prøver ble deretter behandlet for å isolere buffy coat-laget ved bruk av tetthetsgradientsentrifugering (Histopaque, Sigma-Aldrich, Wicklow, Irland). De resulterende mononukleære cellene fra perifert blod ble deretter vasket i fosfatbufret saltvann (PBS) og resuspendert i frysemedium (50 % føtalt bovint serum, 40 % RPMI-medium og 10 % dimetylsulfoksid) før de ble overført til kryogene ampuller i 1- ml alikvoter. Til slutt ble prøvene avkjølt i en kryogen temperaturkontrollhastighetsbeholder til -80 °C inntil behandling for flowcytometri. Etter isolering av hvite blodlegemer ved bruk av tetthetsgradientsentrifugering, ble 1 × 106 celler resuspendert i flowcytometribuffer (RPMI-medium supplert med 10 % hesteserum, 0,1 % natriumazid og 25 mM HEPES). Celler ble fiksert og permeabilisert ved bruk av BD Cytofix/Cytoperm-løsning (BD Biosciences, Oxford, England) og blokkert før intracellulær farging av kollagen-I med muse-anti-humant kollagen-I-antistoff (Millipore, Cork, Irland, produktkode MAB3391) som ble deretter farget med Alexa-Fluor 488 geit-anti-mus sekundært antistoff (Jackson ImmunoResearch Europe, Suffolk, England; Produktkode 115-545-146). Celler ble deretter farget for celleoverflateantigen CD45 ved bruk av PerCP anti-human CD45 (Biolegend, London, England). Celler ble deretter resuspendert i PBS før påfølgende analyse på flowcytometeret (BD FACSVerse). All analyse ble gjort på en BD FACSVerse (BD Biosciences) ved bruk av BD FACSuite v1.0.5 (BD Biosciences). Fibrocyttnivåer ble vist som en prosentandel av den totale populasjonen av hvite blodlegemer.

Dataanalyser ble utført ved bruk av IBM SPSS for Mac OSX versjon 25.0. Data ble presentert som gjennomsnitt og standardavvik, eller medianer og interkvartilområder, etter behov. Fordeling av variabler ble vurdert ved hjelp av histogrammer, Q-Q-plott og boksplott. Variansanalyse (Enveis ANOVA) ble brukt for å sammenligne mellom ulike uavhengige grupper. Kruskal-Wallis test ble brukt for å sammenligne mellom biomarkørene og de forskjellige gruppene (HPNG vs. HPAG vs. ADG), og for subgruppeanalyse ble det utført parvise sammenligninger, en P - verdi på mindre enn 0,05 ble ansett som statistisk signifikant. Receiver operating characteristic (ROC) kurve ble brukt til å karakterisere og sammenligne mellom den diagnostiske nøyaktigheten til CFer, WCC, CRP, nøytrofiler, NLR og monocytter. Multinomial logistisk regresjonsanalyse ble brukt for å vurdere uavhengige prediktorer for AA.