Циркулирующие фиброциты — новый и точный биомаркер в диагностике острого аппендицита у взрослых

Острый аппендицит (ОА) является наиболее частым неотложным состоянием органов брюшной полости. Несмотря на высокую распространенность, диагностика аппендицита остается сложной задачей. Клиническая картина часто атипична, и симптомы часто совпадают со многими другими состояниями. При этом несвоевременная постановка диагноза может привести к неблагоприятным последствиям.

Циркулирующие фиброциты (ЦФ) были впервые описаны в 1994 году Ричардом Букала. Это гемопоэтические клетки, происходящие из костного мозга. Они циркулируют во фракции моноцитов и могут дифференцироваться в миелофиброциты, фибробласты и адипоциты (среди других типов клеток). Они играют видную роль в воспалительных и заживляющих процессах, а также в развитии фиброза.

На сегодняшний день ни одно исследование не изучало роль муковисцидоза при остром аппендиците. Таким образом, целью этого клинического исследования было (1) определить, изменяются ли CF при остром аппендиците, (2) оценить и сравнить их диагностическую точность с CRP, WCC, нейтрофилами, лимфоцитами, отношением нейтрофилов к лимфоцитам (NLR), моноцитами. , базофилы и эозинофилы, и (3) определить наиболее надежные предикторы при диагностике АА.

Проспективное когортное исследование было проведено для (1) определения уровня циркулирующих фиброцитов (CF) у пациентов с гистологически подтвержденным острым аппендицитом (ОА) и (2) для определения чувствительности и специфичности уровней циркулирующих CF при диагностике ОА у взрослых. (возраст ≥ 16 лет) с острой болью в правой подвздошной ямке в университетской больнице Лимерика. Диагноз аппендицита был подтвержден гистопатологической оценкой после аппендэктомии.

Пациенты были разделены на три группы после их окончательного диагноза при выписке и на основании результатов гистопатологии. (1) пациенты с RIFP, которые перенесли аппендэктомию и имели нормальный аппендикс при гистологической оценке, т. е. группа гистологически подтвержденного нормального аппендикса (HPNG). (2) пациенты с RIFP, перенесшие аппендэктомию и имеющие воспаленный аппендикс при гистологической оценке, т.е. группа гистологически подтвержденного аппендицита (HPAG). (3) пациенты с RIFP, у которых при выписке был поставлен альтернативный диагноз, отличный от аппендицита, т.е. группа альтернативного диагноза (ADG). Другая когорта была добавлена ​​в качестве (4) здоровых контролей.

Собранные данные включали дату госпитализации, пол пациента, возраст, наличие симптомов, продолжительность симптомов, уровни CF, предоперационный WCC и его дифференциалы (нейтрофилы, лимфоциты, соотношение нейтрофилов-лимфоцитов (NLR), количество моноцитов, базофилов и эозинофилов), CRP, окончательный клинический диагноз, операция и послеоперационный диагноз на основании гистологического исследования.

Образцы периферических вен были получены у пациентов из групп 1, 2 и 3 (n = 80) и у здоровых лиц (n = 15). Однократный образец гепаринизированной венозной крови объемом 10 мл был собран путем периферической венепункции верхних конечностей. Образцы собирали в вакуумные пробирки с гепарином натрия (ЭДТА) и доставляли в лабораторию в течение 3 часов. Затем образцы обрабатывали для выделения слоя лейкоцитарной пленки с использованием центрифугирования в градиенте плотности (Histopaque, Sigma-Aldrich, Wicklow, Ирландия). Полученные мононуклеарные клетки периферической крови впоследствии промывали фосфатно-солевым буфером (PBS) и повторно суспендировали в среде для замораживания (50% фетальной телячьей сыворотки, 40% среды RPMI и 10% диметилсульфоксида) перед переносом в криогенные флаконы в 1- аликвоты мл. Наконец, образцы охлаждали в криогенном контейнере с контролем температуры до -80 °C до обработки для проточной цитометрии. После выделения лейкоцитов с использованием центрифугирования в градиенте плотности 1×106 клеток повторно суспендировали в буфере для проточной цитометрии (среда RPMI с добавлением 10% лошадиной сыворотки, 0,1% азида натрия и 25 мМ HEPES). Клетки фиксировали и пермеабилизировали с помощью раствора BD Cytofix/Cytoperm (BD Biosciences, Оксфорд, Англия) и блокировали перед внутриклеточным окрашиванием коллагена-I мышиным антителом против человеческого коллагена-I (Millipore, Cork, Ирландия, код продукта MAB3391). затем окрашивали козьим антимышиным вторичным антителом Alexa-Fluor 488 (Jackson ImmunoResearch Europe, Suffolk, England; код продукта 115-545-146). Затем клетки окрашивали на антиген CD45 клеточной поверхности, используя PerCP против человеческого CD45 (Biolegend, Лондон, Англия). Затем клетки ресуспендировали в PBS перед последующим анализом на проточном цитометре (BD FACSVerse). Весь анализ был выполнен на BD FACSVerse (BD Biosciences) с использованием BD FACSuite v1.0.5 (BD Biosciences). Уровни фиброцитов отображали в процентах от общей популяции лейкоцитов.

Анализ данных был выполнен с использованием IBM SPSS для Mac OSX версии 25.0. Данные были представлены как средние значения и стандартные отклонения или медианы и межквартильные диапазоны, в зависимости от обстоятельств. Распределение переменных оценивали по гистограммам, графикам Q-Q и прямоугольным диаграммам. Дисперсионный анализ (однофакторный дисперсионный анализ) использовали для сравнения между различными независимыми группами. Критерий Крускала-Уоллиса использовали для сравнения биомаркеров и различных групп (HPNG, HPAG и ADG), а для анализа подгрупп проводили попарные сравнения, значение P менее 0,05 считалось статистически значимым. Кривая рабочих характеристик приемника (ROC) использовалась для характеристики и сравнения диагностической точности CF, WCC, CRP, нейтрофилов, NLR и моноцитов. Полиномиальный логистический регрессионный анализ использовался для оценки независимых предикторов AA.