Wpływ na układ sercowo-naczyniowy podgrzewanych produktów tytoniowych (HTP) (ISMOKE)

Światowa Organizacja Zdrowia szacuje, że palenie jest jedną z głównych przyczyn przedwczesnej śmierci na całym świecie, przy czym szacuje się, że każdego roku z powodu używania tytoniu ginie 5-8 milionów osób (1).

Podgrzewane wyroby tytoniowe (HTP) to nowa forma wyrobów tytoniowych. HTP zwykle składa się z kapsułki z tytoniem zmieszanym z glicerolem, który jest wkładany do komory grzewczej. HTP nie jest spalany, a jedynie ogrzewany (2). Wcześniejsze badania dotyczące rzucania palenia za pomocą zwykłych papierosów i papierosów elektronicznych sugerowały ryzyko podwójnego użycia zamiast zaprzestania palenia, zwiększając uzależnienie od nikotyny (3-5). Istnieje ryzyko, że stosowanie HTP po prostu zwiększa zużycie nikotyny i uzależnienie od palenia.

Istnieją ograniczone dane dotyczące skutków zdrowotnych HTP. W większości dostępnych badań zgłoszono konflikty interesów producentów HTP (11). Wykazano, że aerozole z HTP zawierają toksyczne związki i wolne rodniki tak samo jak zwykły dym papierosowy, choć w niższych stężeniach (6-8). Ponadto aerozole z HTP mogą rozprzestrzeniać się w pomieszczeniu, umożliwiając bierną ekspozycję (9). Wykazano, że u palaczy, którzy przestawili się na HTP po 5 dniach stosowania, następuje spadek szkodliwych biomarkerów, ale także wyższe spożycie HTP w porównaniu z regularnym paleniem (12). Istnieje niewiele badań dotyczących wpływu HTP na ludzi. Nabavizadeh i wsp. wykazali upośledzoną funkcję śródbłonka u szczurów po ekspozycji na IQOS (10).

____________

Przedmioty i kryteria:

Uwzględnionych zostanie trzydziestu mężczyzn lub kobiet okazjonalnie używających tytoniu (w wieku 18-40 lat, maksymalnie 10 papierosów miesięcznie lub 10 saszetek snusu miesięcznie). Muszą być zdrowi, nie mieć wcześniej istniejących schorzeń ani nie przyjmować żadnych leków. Wszyscy uczestnicy będą musieli wypełnić normalne oświadczenie o stanie zdrowia.

Metody:

W randomizowanym stylu cross-over osoby badane będą albo wdychać parę (1 zaciągnięcie na minutę przez 30 minut, w sumie 30 zaciągnięć) z HTP marki IQOS (IQOS 3 Multi, Philip Morris AB) lub sfałszować palenie HTP. Pomiary sztywności tętnic wykonuje się przed, w trakcie i 60 minut po ekspozycji. Próbki krwi będą pobierane na linii podstawowej dla kotyniny, pomiaru za pomocą T-TAS, komórek progenitorowych śródbłonka (EPC), NET i pęcherzyków zewnątrzkomórkowych (EV). Próbki krwi zostaną pobrane do 3 godzin po ekspozycji (EPC, T-TAS,EV, NET). Mikrokrążenie ocenia się na początku za pomocą kapilaroskopii skóry i obrazowania z kontrastem laserowo-plamkowym (LSCI) oraz 1 godzinę po ekspozycji.

Pomiar funkcji naczyń Sztywność tętnic (Sphygmocor) Zwiększona sztywność tętnic jest uznawana za główny czynnik starzenia się naczyń i czynnik ryzyka chorób sercowo-naczyniowych (13). Sztywność tętnic zostanie oceniona za pomocą analizy fali tętna i prędkości fali tętna.

Fotopletyzmografia (PPG) Fotopletyzmografia palca to kolejna metoda dostarczająca informacji o tętniczym przepływie krwi, która pozwala na pomiar czasu propagacji tętna (PPT) (14).

Pomiar mikrokrążenia Mikrokrążenie będzie oceniane kilkoma metodami. Perfuzję skóry bada się za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym, które jest techniką optyczną służącą do oceny przepływu skóry, tj. ruchu krążących krwinek czerwonych. Ta metoda mierzy ogólny przepływ skóry w powierzchownych tętniczkach, naczyniach włosowatych i żyłkach na szerokich obszarach skóry iz dużą częstotliwością. Jonoforeza jest nieinwazyjną metodą aplikacji leków na skórę za pomocą niewielkiego prądu elektrycznego. Acetylocholina (ACh, Sigma-Aldrich AB, Sztokholm, Szwecja) i nitroprusydek sodu (SNP, Hospira, Inc., Lake Forest, IL, USA), oba rozcieńczone w 9% fizjologicznych roztworach chlorku sodu, są używane do badania zależnych od śródbłonka i odpowiednio niezależną od śródbłonka reaktywność mikrokrążenia. Komory elektrod (LI611 Drug Delivery Electrode, Perimed, Järfälla, Szwecja) są przymocowane do dłoniowej strony lewego przedramienia, unikając włosów, uszkodzonej skóry i widocznych żył, i są wypełnione niewielką ilością ACh (2%) lub SNP ( 2%). Zasilany bateryjnie kontroler jonoforezy (Perilont LI 760; Perimed, Järfälla, Szwecja) dostarcza pojedynczą dawkę 0,02 mA przez 200 sekund do jonoforezy leków. ACh jest dostarczany za pomocą ładunku anodowego, a SNP za pomocą ładunku katodowego. LSCI (PeriCam PSI NR; Perimed, Järfälla, Szwecja) służy do ciągłej oceny przepływu mikronaczyniowego skóry przed, w trakcie i 15 minut po jonoforezie.

Inną metodą oceny mikrokrążenia jest kapilaroskopia skórna. Mikroskop USB (CapillaryScope 500 pro, Dino-Lite®) służy do wizualizacji naczyń włosowatych fałdów paznokciowych w palcu (najlepiej czwartej cyfry lewej ręki). Do badania wybiera się naczynia włosowate z dobrymi sygnałami optycznymi, tj. z widocznymi ruchami krwinek czerwonych i przerwami w osoczu. Przepływ krwi w naczyniach włosowatych jest rejestrowany w sposób ciągły w spoczynku, w trakcie i po jednominutowej okluzji tętnicy w proksymalnym paliczku palca przy nadskurczowym ciśnieniu mankietu. Obliczenie prędkości komórek krwi włośniczkowej (CBV, mm/s) odbywa się offline i generuje następujące cztery zmienne: rCVB (średnia CBV w spoczynku), pCVB (szczytowa CBV po jednominutowym zamknięciu tętnicy), czas do szczytu (czas ( s) od zwolnienia ciśnienia w mankiecie do szczytowego przepływu i pookluzyjnego przekrwienia reaktywnego (precentralny wzrost CBV od spoczynku do szczytowego przepływu).

Ciśnienie krwi:

Półautomatyczny sfigmomanometr oscylometryczny będzie służył do pomiaru ciśnienia krwi i tętna.

Pobieranie krwi Próbki krwi zostaną pobrane do probówek zawierających 1/10 0,129 M cytrynianu sodu, EDTA i surowicę na początku badania, 2 godziny i 4 godziny po ekspozycji. Osocze jest później zbierane po odwirowaniu przy 2 000 g przez 20 minut w temperaturze pokojowej (RT), a następnie zamrażane w temperaturze -70°C do czasu analizy.

Pomiar tworzenia się skrzepliny (T-TAS) T-TAS® (system analizy całkowitego tworzenia się skrzepliny) jest sposobem oceny tworzenia się skrzepliny w warunkach zmiennego przepływu przy użyciu małej próbki krwi.

Pomiar kotyniny Pomiar przeprowadza się w celu upewnienia się, że osoby badane nie paliły tytoniu w ciągu ostatnich 7 dni. Poziomy kotyniny będą mierzone w surowicy przy użyciu dostępnej w handlu techniki ELISA.

Pomiar EPC Liczba EPC zostanie zmierzona w pełnej krwi za pomocą cytometrii przepływowej. EPC są mierzone jako komórki podwójnie dodatnie CD34+ KDR+ (KDR: receptor czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego 2). Pokrótce, 20 ul krwi pełnej inkubuje się z CD34-FITC (Beckman Coulter, Brea, CA, USA) i CD309 (Becton Dickinson, Franklin Lakes, New Jersey, USA). Jako kontrolę negatywną stosuje się immunoglobulinę o dopasowanym izotypie (IgG1-FITC, IgG1-PE) bez reaktywności wobec ludzkich antygenów. Po 30 minutach inkubacji w ciemnym otoczeniu dodaje się BD cell-fix w celu utrwalenia próbek. Zebrano dwadzieścia tysięcy zdarzeń dotyczących leukocytów (w oparciu o klasyczną charakterystykę leukocytów krwi dotyczącą rozpraszania do przodu/rozpraszania bocznego (rozmiar/ziarnistość), a wyniki zostaną przedstawione jako liczba zdarzeń EPC.

Pomiar pęcherzyków zewnątrzkomórkowych Osocze rozmraża się i wiruje przy 2000 g przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Następnie supernatant ponownie wiruje się przy 13 000 g przez 2 minuty w temperaturze pokojowej. 20 µl próbki inkubuje się przez 20 minut w ciemności z falloidyną-Alexa-660 (Invitrogen, Paisley, Wielka Brytania), laktadheryną-FITC (Haematologic Technologies, Vermont, USA), CD42a-PE (Platelet-MP (PMP), BD, Clone Alma-16), CD45-PC7 (Leukocyte-EV (LEV), Beckman Coulter, Dublin, Irlandia) i CD144-APC (Endothelial-EV (EEV), diagnostyka AH, Stockholm, SWE). PEV są również oznaczone CD154-PE (CD40L, abcam, Cambridge, UK), a EEV CD62E (E-selectin, Beckman Coulter, Dublin, Irlandia). EV mierzy się za pomocą cytometrii przepływowej na aparacie Beckman Gallios (CA, USA). Bramkę EV określa się stosując kulki Megamix (BioCytex, Marsylia, Francja), które są mieszanką kulek o średnicach odpowiednio 0,5 urn, 0,9 urn i 3,0 urn. EV definiuje się jako cząstki o wielkości poniżej 1,0 µm, ujemne względem falloidyny (w celu wykluczenia fragmentów błony komórkowej) i dodatnie względem laktadheryny. Koniugat immunoglobuliny o dopasowanym izotypie (IgG1-FITC, IgG1-PE, IgG1-APC i IgG1-PC7) bez reaktywności wobec ludzkich antygenów jest używany jako kontrola negatywna w celu określenia szumu tła analizy cytometrycznej. Bezwzględną liczbę EV oblicza się za pomocą następującego wzoru: (EV zliczone x kulki standardowe ⁄ L) ⁄ zliczone kulki standardowe, (FlowCount, Beckman Coulter).

__________________

Bibliografia

1. Światowa Organizacja Zdrowia i inni. (2019). Raport WHO na temat globalnej epidemii tytoniu, 2019 r. Genewa: Światowa Organizacja Zdrowia; 2019. Google Scholar.
2. Smith, MR, Clark, B., Lüdicke, F., Schaller, J.-P., Vanscheeuwijck, P., Hoeng, J. i Peitsch, MC (2016). Ocena systemu podgrzewania tytoniu 2.2. Część 1: Opis systemu i programu oceny naukowej. Toksykologia regulacyjna i farmakologia: RTP, 81 Suppl 2, S17-S26.
3. Lee, S., RA Grana i SA Glantz, Używanie papierosów elektronicznych wśród koreańskich nastolatków: przekrojowe badanie penetracji rynku, podwójnego zastosowania i związku z próbami rzucenia palenia i dawnym paleniem. J Zdrowie nastolatków, 2013.
4. Caponnetto, P. i in., Wpływ elektronicznego papierosa na redukcję i zaprzestanie palenia u palaczy ze schizofrenią: prospektywne 12-miesięczne badanie pilotażowe. Int J Environ Res Public Health, 2013. 10 ust. 2: s. 446-61.
5. Polosa, R. i in., Wpływ elektronicznego urządzenia dostarczającego nikotynę (e-papieros) na redukcję i zaprzestanie palenia: prospektywne 6-miesięczne badanie pilotażowe. Zdrowie publiczne BMC, 2011. 11: str. 786.
6. Bekki, K., Inaba, Y., Uchiyama, S. i Kunugita, N. (2017). Porównanie chemikaliów w głównym nurcie dymu w tytoniu do palenia na gorąco i papierosach do spalania. Dziennik UOEH. https://doi.org/10.7888/juoeh.39.201
7. Shein, M. i Jeschke, G. (2019). Porównanie poziomów wolnych rodników w aerozolu z tradycyjnych papierosów, papierosów elektronicznych i wyrobów tytoniowych niepalnych. Badania chemiczne w toksykologii. https://doi.org/10.1021/acs.chemrestox.9b00085
8. Ruprecht, AA, De Marco, C., Saffari, A., Pozzi, P., Mazza, R., Veronese, C., … Boffi, R. (2017). Zanieczyszczenie środowiska i współczynniki emisji papierosów elektronicznych, wyrobów tytoniowych typu heat-not-burn oraz papierosów konwencjonalnych. Nauka i technologia w aerozolu. https://doi.org/10.1080/02786826.2017.1300231
9. Mitova, MI, Campelos, PB, Goujon-Ginglinger, CG, Maeder, S., Mottier, N., Rouget, EGR Tricker, AR (2016). Porównanie wpływu Tytoniowego Systemu Ogrzewania 2.2 i papierosa na jakość powietrza w pomieszczeniach. Toksykologia regulacyjna i farmakologia . https://doi.org/10.1016/j.yrtph.2016.06.005
10. Nabavizadeh, P., Liu, J., Havel, CM, Ibrahim, S., Derakhshandeh, R., Jacob, P. i Springer, ML (2018). Czynność śródbłonka naczyniowego jest zaburzona przez aerozol z pojedynczego IQOS HeatStick w takim samym stopniu jak dym papierosowy. Kontrola tytoniu. https://doi.org/10.1136/tobaccocontrol-2018-054325
11. Simonavicius, E., McNeill, A., Shahab, L. i Brose, LS (2019). Wyroby tytoniowe nie podgrzewające: systematyczny przegląd literatury. Kontrola tytoniu. https://doi.org/10.1136/tobaccocontrol-2018-054419
12. Yuki, D., Takeshige, Y., Nakaya, K. i Futamura, Y. (2018). Ocena narażenia na szkodliwe i potencjalnie szkodliwe składniki u zdrowych japońskich palaczy stosujących nowy produkt oparów tytoniu w porównaniu z konwencjonalnymi papierosami i abstynencją palącą. Toksykologia regulacyjna i farmakologia . https://doi.org/10.1016/j.yrtph.2018.05.001
13. Mahmud, A. i Feely, J. (2003). Wpływ palenia na sztywność tętnic i wzmocnienie ciśnienia tętna. Nadciśnienie. https://doi.org/10.1161/01.HYP.0000047464.66901.60
14. Sommermeyer, D., Zou, D., Ficker, JH, Randerath, W., Fischer, C., Penzel, T., … Grote, L. (2016). Wykrywanie ryzyka sercowo-naczyniowego na podstawie sygnału fotopletyzmograficznego przy użyciu algorytmu dopasowywania. Inżynieria medyczna i biologiczna oraz informatyka. https://doi.org/10.1007/s11517-015-1410-8
15. Mahmud, A. i Feely, J. (2003). Wpływ palenia na sztywność tętnic i wzmocnienie ciśnienia tętna. Nadciśnienie, 41(1), 183-187.