Kardiovaskuläre Wirkungen von erhitzten Tabakprodukten (HTP) (ISMOKE)

Die Weltgesundheitsorganisation schätzt, dass Rauchen weltweit eine der Hauptursachen für vorzeitigen Tod ist, wobei jährlich schätzungsweise 5-8 Millionen Menschen durch Tabakkonsum ums Leben kommen (1).

Erhitzte Tabakerzeugnisse (HTP) sind eine neue Form von Tabakerzeugnissen. HTP besteht normalerweise aus einer Hülse mit Tabak, die mit Glycerin gemischt ist und die in eine Heizkammer eingeführt wird. HTP wird nicht verbrannt, sondern nur erhitzt (2). Frühere Studien zur Raucherentwöhnung mit normalen Zigaretten und elektronischen Zigaretten haben ein Risiko für einen doppelten Konsum anstelle einer Raucherentwöhnung nahegelegt, was eine Nikotinsucht verstärkt (3-5). Es besteht die Gefahr, dass die Verwendung von HTP einfach den Nikotinkonsum und die Rauchsucht verstärkt.

Es liegen begrenzte Daten zu den gesundheitlichen Auswirkungen von HTP vor. Ein Großteil der verfügbaren Studien berichtet von Interessenkonflikten gegenüber Herstellern von HTP (11). Es hat sich gezeigt, dass Aerosole aus HTP toxische Verbindungen und freie Radikale wie im normalen Zigarettenrauch enthalten, wenn auch in geringeren Konzentrationen (6-8). Darüber hinaus können sich Aerosole aus HTP in einem Raum ausbreiten, was eine passive Exposition ermöglicht (9). Es hat sich gezeigt, dass es bei Rauchern, die nach 5-tägiger Anwendung zu HTP wechseln, zu einer Abnahme schädlicher Biomarker kommt, aber auch zu einem höheren HTP-Konsum im Vergleich zum normalen Rauchen (12). Es gibt nur wenige Studien zu den Wirkungen von HTP beim Menschen. Nabavizadeh et al. haben eine beeinträchtigte Endothelfunktion bei Ratten nach Exposition gegenüber IQOS gezeigt (10).

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Fächer und Kriterien:

Dreißig männliche oder weibliche gelegentliche Tabakkonsumenten (Alter 18-40, maximal 10 Zigaretten pro Monat oder 10 Beutel Snus pro Monat) werden aufgenommen. Sie müssen gesund sein, keine Vorerkrankungen haben oder Medikamente einnehmen. Alle Probanden müssen eine normale Gesundheitserklärung ausfüllen.

Methoden:

In randomisierter Crossover-Mode inhalieren die Probanden entweder Dampf (1 Zug pro Minute für 30 Minuten, insgesamt 30 Züge) von einem HTP der Marke IQOS (IQOS 3 Multi, Philip Morris AB) oder rauchen Schein-Rauchen von HTP. Messungen der Arteriensteifigkeit werden vor, während und 60 Minuten nach der Exposition durchgeführt. Zu Studienbeginn werden Blutproben für Cotinin, Messung mit T-TAS, endotheliale Vorläuferzellen (EPC), NETs und extrazelluläre Vesikel (EV) entnommen. Blutproben werden bis zu 3 Stunden nach der Exposition entnommen (EPC, T-TAS, EV, NETs). Die Mikrozirkulation wird zu Studienbeginn mit Hautkapillaroskopie und Laser-Speckle-Kontrastbildgebung (LSCI) und 1 Stunde nach der Exposition bewertet.

Messung der Gefäßfunktion Arterielle Steifigkeit (Sphygmocor) Erhöhte arterielle Steifigkeit gilt als ein Hauptfaktor für die Gefäßalterung und als Risikofaktor für Herz-Kreislauf-Erkrankungen (13). Die Arteriensteifigkeit wird durch Pulswellenanalyse und Pulswellengeschwindigkeit beurteilt.

Photopletysmographie (PPG) Die Fingerphotoplethysmographie ist eine weitere Methode, die Informationen über den arteriellen Blutfluss liefert und die Messung der Pulslaufzeit (PPT) ermöglicht (14).

Messung der Mikrozirkulation Die Mikrozirkulation wird mit mehreren Methoden bewertet. Die Hautdurchblutung wird durch Laser-Speckle-Kontrastbildgebung untersucht, einer optischen Technik zur Beurteilung des Hautflusses, d. h. der Bewegung zirkulierender roter Blutkörperchen. Diese Methode misst den gesamten Hautfluss in oberflächlichen Arteriolen, Kapillaren und Venolen über weite Hautbereiche und mit hoher Frequenz. Die Iontophorese ist eine nicht-invasive Methode zur Applikation von Arzneimitteln über die Haut unter Verwendung eines schwachen elektrischen Stroms. Acetylcholin (ACh, Sigma-Aldrich AB, Stockholm, Schweden) und Natriumnitroprussid (SNP, Hospira, Inc., Lake Forest, IL, USA), beide verdünnt in 9%iger physiologischer Kochsalzlösung, werden zur Untersuchung von Endothel-abhängigen und Endothel-unabhängige mikrovaskuläre Reaktivität. Elektrodenkammern (LI611 Drug Delivery Electrode, Perimed, Järfälla, Schweden) werden an der volaren Seite des linken Unterarms angebracht, wobei Haare, verletzte Haut und sichtbare Venen vermieden werden, und mit einem kleinen Volumen von entweder ACh (2 %) oder SNP ( 2 %). Ein batteriebetriebener Iontophorese-Controller (Perilont LI 760; Perimed, Järfälla, Schweden) liefert eine Einzeldosis von 0,02 mA für 200 Sekunden für die Arzneimittel-Iontophorese. ACh wird unter Verwendung einer anodischen Ladung und SNP mit einer kathodischen Ladung geliefert. LSCI (PeriCam PSI NR; Perimed, Järfälla, Schweden) wird verwendet, um den mikrovaskulären Fluss der Haut kontinuierlich vor, während und 15 Minuten nach der Iontophorese zu beurteilen.

Eine weitere Methode zur Beurteilung der Mikrozirkulation ist die Hautkapillaroskopie. Mit einem USB-Mikroskop (CapillaryScope 500 pro, Dino-Lite®) werden Nagelfalzkapillaren im Finger (vorzugsweise 4. Finger der linken Hand) sichtbar gemacht. Kapillaren mit guten optischen Signalen, d. h. mit sichtbaren Erythrozytenbewegungen und Plasmalücken, werden zur Untersuchung ausgewählt. Der kapillare Blutfluss wird kontinuierlich in Ruhe, während und nach einem einminütigen arteriellen Verschluss am proximalen Fingerglied mit einem suprasystolischen Manschettendruck registriert. Die Berechnung der Kapillarblutzellengeschwindigkeit (CBV, mm/s) erfolgt offline und generiert die folgenden vier Variablen: rCVB (mittlere CBV in Ruhe), pCVB (Spitzen-CBV nach einminütigem arteriellen Verschluss), Zeit bis zur Spitze (Zeit ( s) von der Entlastung des Manschettendrucks bis zum Spitzenfluss und postokklusiver reaktiver Hyperämie (präzentraler Anstieg des CBV von der Ruhe bis zum Spitzenfluss).

Blutdruck:

Zur Messung des Blutdrucks und der Herzfrequenz wird ein halbautomatisches oszillometrisches Blutdruckmessgerät verwendet.

Blutentnahme Blutproben werden 2 Stunden und 4 Stunden nach der Exposition in Reagenzgläser mit 1/10 0,129 M Natriumcitrat, EDTA und Serum zu Studienbeginn entnommen. Das Plasma wird später nach 20-minütiger Zentrifugation bei 2000 g bei Raumtemperatur (RT) gesammelt und dann bis zur Analyse bei -70 °C eingefroren.

Messung der Thrombusbildung (T-TAS) T-TAS® (Total Thrombus-formation Analysis System) ist ein Mittel zur Beurteilung der Thrombusbildung bei variablen Strömungsbedingungen anhand einer kleinen Blutprobe.

Messung von Cotinin Die Messung wird durchgeführt, um sicherzustellen, dass die Probanden in den letzten 7 Tagen keinen Tabak konsumiert haben. Die Cotininspiegel werden im Serum unter Verwendung einer im Handel erhältlichen ELISA-Technik gemessen.

Messung der EPCs Die Anzahl der EPCs wird im Vollblut mittels Durchflusszytometrie gemessen. EPCs werden als CD34+ KDR+ (KDR: vaskulärer endothelialer Wachstumsfaktorrezeptor 2) doppelt positive Zellen gemessen. Kurz gesagt werden 20 &mgr;l Vollblut mit CD34-FITC (Beckman Coulter, Brea, CA, USA) und CD309 (Becton Dickinson, Franklin Lakes, New Jersey, USA) inkubiert. Als Negativkontrolle wird konjugiertes Isotyp-abgestimmtes Immunglobulin (IgG1-FITC, IgG1-PE) ohne Reaktivität gegenüber humanen Antigenen verwendet. Nach 30-minütiger Inkubation in einer dunklen Umgebung wird BD cell-fix hinzugefügt, um die Proben zu fixieren. Es werden 20.000 Ereignisse von Leukozyten gesammelt (basierend auf klassischen Vorwärtsstreuung/Seitenstreuung (Größe/Körnigkeit)-Eigenschaften von Blutleukozyten) und die Ergebnisse werden als eine Reihe von EPC-Ereignissen präsentiert.

Messung von extrazellulären Vesikeln Plasma wird aufgetaut und bei 2000 g für 20 Minuten bei RT zentrifugiert. Der Überstand wird dann erneut zentrifugiert, bei 13.000 g für 2 Minuten bei RT. 20 µl der Probe werden für 20 Minuten im Dunkeln mit Phalloidin-Alexa-660 (Invitrogen, Paisley, UK), Lactadherin-FITC (Haematologic Technologies, Vermont, USA), CD42a-PE (Platelet-MP (PMP), BD, Klon Alma-16), CD45-PC7 (Leukozyten-EV (LEV), Beckman Coulter, Dublin, Irland) und CD144-APC (Endothelial-EV (EEV), AH Diagnostics, Stockholm, SWE). PEVs sind auch mit CD154-PE (CD40L, abcam, Cambridge, UK) und EEVs mit CD62E (E-selectin, Beckman Coulter, Dublin, Irland) gekennzeichnet. EVs werden durch Durchflusszytometrie auf einem Beckman Gallios-Instrument (CA, USA) gemessen. Das EV-Gate wird unter Verwendung von Megamix-Beads (BioCytex, Marseille, Frankreich) bestimmt, bei denen es sich um eine Mischung aus Beads mit Durchmessern von 0,5 &mgr;m, 0,9 &mgr;m bzw. 3,0 &mgr;m handelt. EVs sind definiert als Partikel mit einer Größe von weniger als 1,0 µm, negativ für Phalloidin (um Zellmembranfragmente auszuschließen) und positiv für Lactadherin. Isotyp-konjugiertes Immunglobulin (IgG1-FITC, IgG1-PE, IgG1-APC und IgG1-PC7) ohne Reaktivität gegenüber humanen Antigenen wird als Negativkontrolle verwendet, um das Hintergrundrauschen der zytometrischen Analyse zu definieren. Die absolute Anzahl der EVs wird anhand der folgenden Formel berechnet: (gezählte EV x Standardperlen ⁄ L) ⁄ gezählte Standardperlen, (FlowCount, Beckman Coulter).

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Verweise

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