Wpływ codziennej kąpieli z chlorheksydyną u pacjenta w stanie krytycznym

Wprowadzenie:

Poszukiwanie środka zapobiegawczego w postaci codziennych kąpieli z chlorheksydyną u pacjenta w stanie intensywnej terapii spowoduje zmniejszenie kolonizacji pacjenta patogenami wielolekoopornymi. W ten sposób zapobieganie infekcjom związanym z opieką zdrowotną. Celem pracy było określenie wpływu codziennych kąpieli z chlorheksydyną na kolonizację pacjentów, środowisko oraz pracowników służby zdrowia na oddziale intensywnej terapii (MICU).

Ustawienie:

Badanie zostanie przeprowadzone w Szpitalu Uniwersyteckim „Dr. José Eleuterio González”, szpital kliniczny na 450 łóżek w Monterrey w północno-wschodnim Meksyku. Szpital ma średnio od 22 do 23 tysięcy wypisów rocznie z 20-łóżkowym i 15-łóżkowym oddziałem intensywnej terapii odpowiednio dla dorosłych i dzieci/noworodków.

Projekt i metody:

Jest to prospektywne, eksperymentalne, randomizowane, otwarte, podwójnie ślepe badanie porównujące chlorheksydynę z placebo. Randomizacja nastąpi w stosunku 1:1, a pacjenci zostaną podzieleni na dwie grupy. Grupa chlorheksydyny otrzyma codzienne kąpiele z chusteczkami chlorheksydyny o stężeniu 2% (CLORHEXI-WIPES ONE-STEP, G70 Antisepsis, León, México) oraz spray do jamy ustnej z chlorowodorkiem chlorheksydyny o stężeniu 0,12%. Do mycia skóry głowy zastosowany zostanie szampon z chlorheksydyną o stężeniu 0,12%. Grupa placebo otrzyma chusteczki z tymi samymi składnikami co ramię nr 1 oraz doustny spray z tymi samymi składnikami oprócz chlorheksydyny. Do skóry głowy zostanie użyty standardowy szampon. Te produkty będą miały takie same etykiety i zapach jak produkty z pierwszej grupy.

Każdy pacjent w wieku 18 lat lub starszy przyjęty na OIOM lub z mniej niż 48 godzinami osobodni zostanie uwzględniony. Pacjenci z oparzeniami powyżej 20% powierzchni ciała, kobiety w ciąży oraz pacjenci z alergią na chlorheksydynę w wywiadzie. Włączeni pacjenci, u których wystąpi wysypka lub świąd po kąpielach z chlorheksydyną, zostaną wyeliminowani z badania.

Na dwa tygodnie przed rozpoczęciem badań personel MICU przejdzie szkolenie teoretyczne i praktyczne z zakresu techniki kąpieli. Obecność personelu będzie rejestrowana, a umiejętności będą monitorowane podczas interwencji.

Technika kąpieli:

Przed użyciem opakowania do wycierania będą musiały być podgrzewane w konwencjonalnej kuchence mikrofalowej przez 10-12 sekund, zgodnie z instrukcjami dostawcy. Za pomocą globusów pokryta zostanie cała powierzchnia skóry od okolicy żuchwy do stóp, unikając kontaktu z błonami śluzowymi takimi jak błony śluzowe odbytu, nosa czy cewki moczowej. Podczas kąpieli wykonywany będzie ruch okrężny.

W przypadku okolic twarzy i narządów płciowych dozwolone są chusteczki lub wilgotne opatrunki. Obszar twarzy i narządów płciowych zostanie oczyszczony jako pierwszy. Płukanie jamy ustnej roztworem sprayu doustnego zostanie przeprowadzone, starając się odpowiednio nasączyć policzki, podniebienie, gardło i język, pozostawiając roztwór na minutę przed usunięciem.

Na szyję i ramiona zostanie użyty ręcznik do wycierania; używając jednej strony chusteczki do przedniego obszaru anatomicznego, a drugiej strony do tylnego obszaru. Na każdą kończynę zostanie użyta chusteczka (w sumie 4), używając jednej strony do obszaru przedniego i tylnej strony do obszaru tylnego. Chusteczka zostanie przeznaczona na pośladki i okolice odbytu, z pominięciem okolicy odbytu. Chusteczka zostanie użyta do tułowia, jedna do okolicy grzbietowej, jedna do stóp, a jedna zostanie zarezerwowana jako zapasowa. Do mycia skóry głowy pianę szamponu nakładamy okrężnymi ruchami starając się pokryć całą powierzchnię skóry głowy, nadmiar usuwamy suchym ręcznikiem.

Próbowanie:

Próbki będą pobierane od pacjenta i otoczenia. Próbki środowiska (poręcz łóżka, wentylator mechaniczny, stół przy łóżku itp.) oraz okolicy odbytowo-płciowej i gardła pacjenta zostaną pobrane techniką „wymazywania” przy użyciu wacików i pohodowane zgodnie z Public Health England.

Próbki skóry pacjenta będą pobierane z okolicy odbytu, gardła, fałdu pachowego i pachwinowego, pobrane techniką Williamsona-Kligmana; wyznaczając obszar 3 cm2, a następnie nakładając 1 ml roztworu zjonizowanego, a następnie delikatnie zeskrobując obszar sterylną szpatułką. Płyn ten jest następnie pobierany za pomocą pipety i hodowany bezpośrednio na płytce z agarem z krwią. Kolonie będą następnie dalej selekcjonowane i odpowiednio hodowane zgodnie z ich charakterystyką.

Od personelu medycznego zostaną również pobrane próbki z gardła, skóry i rąk. Wszystkie te próbki będą pobierane w dniu przyjęcia na OIOM, przez pierwsze 72 godziny, 10. dnia i raz w tygodniu aż do wypisu pacjenta. W przypadku pracowników służby zdrowia zostaną odebrane na koniec ich dnia pracy.

Przetwarzanie izolacji:

Próbki będą hodowane przy użyciu konwencjonalnych metod: z pożywek pierwotnych kolonie będą pobierane oddzielnie i umieszczane w bulionie Brucella z 15% glicerolu. Próbki zostaną następnie zamrożone do temperatury -80ºC.

Podczas przetwarzania izolatów stosowane będą konwencjonalne metody identyfikacji fenotypowej. Z badania pierwotnego izolatu zostaną wybrane odpowiednie testy biochemiczne do identyfikacji każdego gatunku. Gdy testy fenotypowe nie doprowadzą do identyfikacji izolatu, zastosowane zostaną testy molekularne i amplifikacja genów.

Wrażliwość na środki przeciwdrobnoustrojowe zostanie oceniona metodą mikrorozcieńczeń bulionu zgodnie z protokołami M07-A10 i M100-S25 z wytycznych Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) i przetworzona przez zautomatyzowany system (SensititreAris 2X).

Związek klonalny patogenu W przypadku związku klonalnego zostanie zastosowana elektroforeza żelowa z polem pulsacyjnym. Wzór pasma zostanie przeanalizowany wizualnie zgodnie z kryteriami Tenover. Uzyskane dane będą analizowane za pomocą oprogramowania statystycznego. Amplifikacja genu reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) zostanie uzyskana w celu analizy wzorców oporności na antybiotyki dla każdego gatunku.

Produkcja biofilmu patogenu:

Wytwarzanie biofilmu zostanie określone przez barwienie fioletem krystalicznym, a wskaźnik biofilmu zostanie uzyskany za pomocą spektrofotometrii.

Wrażliwość patogenu na chlorheksydynę:

Do oznaczenia minimalnego stężenia hamującego (MIC) chlorheksydyny zostanie zastosowana metoda rozcieńczania w agarze zgodnie z protokołem M07-A9 y M100-S20 w wytycznych CLSI. Izolaty o wartościach MIC ≥90 będą oznaczane jako o zmniejszonej wrażliwości na ten środek dezynfekcyjny.

Dane kliniczne i obserwacja:

Dane demograficzne i kliniczne będą gromadzone od momentu przyjęcia, przez cały pobyt w szpitalu i wypis. Zmienne, takie jak wcześniejsze przyjęcia do szpitala w poprzednim roku, poprzednie operacje, historia zakażenia opornymi patogenami, dni pobytu w szpitalu, instrumentacja (stosowanie cewnika Foleya, wentylacji mechanicznej lub cewnika do żyły centralnej) oraz ewolucja kliniczna oceniane przez Acute Physiology i Chronic Health Ocena (APACHE-II) i skala oceny objawów pozytywnych (SAPS).

Pozytywne posiewy pobrane od pracowników służby zdrowia z opornymi patogenami będą kontynuowane ze wzmocnieniem higieny rąk i wzmocnieniem w powszechnej ochronie (rękawiczki, maseczka itp.). W przypadku uzyskania dodatniego wyniku posiewu Staphylococcus aureus (MRSA) opornego na metycylinę, donosowe leczenie mupirocyną będzie podawane przez 5 dni, aż do uzyskania ujemnego wyniku posiewu.

Rutynowy nadzór i monitorowanie zespołu epidemiologii szpitalnej będzie kontynuowane przez cały okres badania. Wskaźnik zakażeń związanych z opieką zdrowotną zostanie porównany z przed, w trakcie i po interwencji. Nadzór nad zakażeniami związanymi z opieką zdrowotną będzie prowadzony zgodnie z wytycznymi Centrum Kontroli Chorób (CDC).