Wirkung des Diodenlasers auf Bakteriämie im Zusammenhang mit Parodontallappenoperationen: Eine klinisch-mikrobiologische Studie

DATENQUELLE Patienten, die die ambulante Abteilung der Abteilung für Parodontologie des Krishnadevaraya College of Dental Sciences and Hospital aufsuchen, werden gescreent und nach dem Zufallsprinzip gemäß den Einschluss- und Ausschlusskriterien für die Studie rekrutiert. Die in Frage kommenden Probanden werden über die Art und den Nutzen der Teilnahme an der Studie informiert und es wird eine schriftliche unterschriebene Zustimmung eingeholt. Die Studienpopulation wird aus zwanzig (n=20) Probanden bestehen, deren Alter (30 bis 40 Jahre) und Geschlecht übereinstimmen.

Stichprobengröße Die Studie wurde nach dem Split-Mouth-Design durchgeführt, und alle Zähne im Mund wurden nach dem Zufallsprinzip behandelt, wobei entweder die linke oder die rechte Seite des Ober- und Unterkiefers zur Kontrolle und die gegenüberliegende Seite zur Therapie verwendet wurden. Jeder Patient wurde in ein klinisches Protokoll aufgenommen, das aus zwei verschiedenen Behandlungsmodalitäten bestand.

Gruppe I (n=10) - Testgruppe (Diodenlaser + Lappenplastik) Gruppe II (n=10) - Kontrollgruppe (Lappenplastik)

CHIRURGISCHES VERFAHREN GRUPPE I (TESTGRUPPE) Der Patient wird gebeten, mit 0,2 % Chlorhexidin-Mundspülung zu spülen. Nach der Verabreichung von Lokalanästhesie 2% Lignocainhydrochlorid (mit 1: 80.000 Epinephrin) wird eine Laseranwendung mit Hilfe eines 810 nm (A.R.C LASER FoxTM) Diodenlasers mit einer flexiblen optischen Spitze von 300 µm durchgeführt. Die Sulci werden mit einem wiederholten Strahl (0,2 Sek. an 0,3 Sek. aus) mit einer Ausgangsleistung von 1,0 W gelasert.

Eine intrakrevikuläre Inzision wird mit Hilfe einer 15c Bard Parker-Chirurgieklinge gesetzt, der Mukoperiostlappen in voller Dicke wird angehoben.

Es wird ein Debridement des Granulationsgewebes durchgeführt und der Lappen wird mit 3-0-Schwarzbrotseidennaht wieder in Position genäht, die Stelle wird zum Schutz mit einem eugenolfreien Parodontalverband bedeckt.

Postoperative Anweisungen werden dem Patienten gegeben. 2 ml Blut werden zu Beginn (Probe 1), nach 5 Minuten (Probe 2) und innerhalb von 20–30 Minuten (Probe 3) nach Beginn des Verfahrens entnommen.

GRUPPE II (KONTROLLGRUPPE) Der Patient wird gebeten, mit 0,2 % Chlorhexidin-Mundwasser zu spülen. Nach der Verabreichung von Lokalanästhesie 2% Lignocainhydrochlorid (mit 1:80.000 Epinephrin) wird mit Hilfe einer 15c Bard Parker-Chirurgieklinge ein intrarakrevikulärer Schnitt gesetzt, der Mukoperiostlappen in voller Dicke wird angehoben.

Es wird ein Debridement des Granulationsgewebes durchgeführt und der Lappen wird mit 3-0-Schwarzbrotseidennaht wieder in Position genäht, die Stelle wird zum Schutz mit einem eugenolfreien Parodontalverband bedeckt.

Postoperative Anweisungen werden dem Patienten gegeben. 2 ml Blut werden zu Beginn (Probe 1), nach 5 Minuten (Probe 2) und innerhalb von 20–30 Minuten (Probe 3) nach Beginn des Verfahrens entnommen

Entnahme von Blutproben Sechs Milliliter (6 ml) Blutproben werden dem Patienten durch eine antekubitale Vene unter streng aseptischer Technik über eine sterile 22-Gauge-Kunststoffkanüle entnommen und zur qPCR-Analyse zur Quantifizierung der Gesamtbakterienlast geschickt.

PCR-ANALYSE Die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) ist eine Labortechnik zur DNA-Replikation, mit der die "Ziel"-DNA-Sequenz selektiv amplifiziert werden kann. Die PCR beinhaltet die Primer-vermittelte enzymatische Amplifikation von DNA. In dieser Studie wird eine quantitative Polymerase-Kettenreaktion durchgeführt.

• DNA aus den Blutproben wird mit dem QIAamp DNA Blood Mini Kit gemäß den Empfehlungen des Herstellers extrahiert.
• Um die Gesamtbakterienlast zu quantifizieren, wird qPCR unter Verwendung eines universellen Primers für das 16S-ribosomale RNA-Gen durchgeführt.
• Die Analyse wurde in einem Gesamtvolumen von 6 ml Blut durchgeführt.
• Proben für die qPCR werden in Mikrotiterplatten verteilt, versiegelt und zentrifugiert.
• Die Amplifikation wird durchgeführt, die Einstellungen für qPCR sind wie folgt: 95 Grad Celsius für 10 Minuten, gefolgt von 40 Amplifikationszyklen bei 95 Grad Celsius für 1 Minute, 52 Grad Celsius für 1 Minute, 72 Grad Celsius für 1 Minute.
• Nach jedem Zyklus werden die PCR-Produkte auf die Zunahme der Fluoreszenz von SYBR-Grün überwacht.
• Alle Messungen werden sowohl für den Test als auch für die Kontrollen dreifach durchgeführt.
• Für die Negativkontrolle wird Reinstwasser anstelle der klinischen Probe verwendet.
• Zur Bestimmung der Spezifität der amplifizierten Produkte wird eine Schmelzkurve von 60 Grad Celsius bis 95 Grad Celsius erhalten, mit kontinuierlicher Fluoreszenzmessung bei jeweils 1 % Temperaturanstieg.
• Die Datenerfassung und -analyse erfolgt mit der ABI 7500-Software.

Statistische Analyse Die Daten werden einem Normalitätstest unterzogen. Am besten anhand der Daten wird ein parametrischer oder nicht parametrischer Test durchgeführt. Ein P-Wert < 0,05 wird als statistisch signifikant betrachtet.