Wpływ lasera diodowego na bakteriemię związaną z operacją płata przyzębia: badanie kliniczno-mikrobiologiczne

ŹRÓDŁO DANYCH Pacjenci odwiedzający Oddział Przychodni Oddziału Periodontologii Krishnadevaraya College of Dental Sciences and Hospital zostaną poddani badaniu przesiewowemu i losowej rekrutacji do badania zgodnie z kryteriami włączenia i wyłączenia. Kwalifikujący się uczestnicy zostaną poinformowani o charakterze i korzyściach wynikających z udziału w badaniu i uzyskana zostanie pisemna podpisana zgoda. Badana populacja będzie składać się z dwudziestu (n=20) osób dobranych pod względem wieku (od 30 do 40 lat) i płci.

Wielkość próby Badanie przeprowadzono zgodnie z projektem podzielonej jamy ustnej, a wszystkie zęby w jamie ustnej leczono losowo, stosując lewą lub prawą stronę szczęki i żuchwy do kontroli oraz przeciwną stronę do terapii. Każdy pacjent został włączony do protokołu klinicznego składającego się z dwóch różnych metod leczenia.

Grupa I (n=10) - grupa testowa (laser diodowy + operacja płata) Grupa II (n=10) - grupa kontrolna (operacja płata)

GRUPA ZABIEGU CHIRURGICZNEGO I (GRUPA TESTOWA) Pacjent zostanie poproszony o przepłukanie jamy ustnej 0,2% roztworem chlorheksydyny. Po podaniu znieczulenia miejscowego 2% chlorowodorku lignokainy (z epinefryną 1:80 000) zostanie przeprowadzona aplikacja laserowa za pomocą lasera diodowego 810 nm (A.R.C LASER FoxTM) z elastyczną końcówką optyczną 300µm. Bruzdy będą laserowane powtarzającą się wiązką (0,2 s włączone, 0,3 s wyłączone) z mocą wyjściową 1,0 W.

Nacięcie śródczaszkowe zostanie wykonane przy pomocy ostrza chirurgicznego Bard Parker 15c, płat śluzówkowo-okostnowy pełnej grubości zostanie podniesiony.

Oczyszczenie tkanki ziarninowej zostanie wykonane, a płat zostanie zszyty z powrotem na miejscu za pomocą czarnego nici jedwabnej panierowanej 3-0, miejsce zostanie pokryte opatrunkiem periodontologicznym bez eugenolu dla ochrony.

Pacjent otrzyma zalecenia pooperacyjne. 2 ml krwi zostanie pobrane na linii podstawowej (próbka 1), po 5 minutach (próbka 2) iw ciągu 20-30 minut (próbka 3) od rozpoczęcia procedury.

GRUPA II (GRUPA KONTROLNA) Pacjent zostanie poproszony o przepłukanie jamy ustnej 0,2% roztworem chlorheksydyny. Po podaniu znieczulenia miejscowego 2% chlorowodorku lignokainy (z epinefryną 1:80 000) zostanie wykonane nacięcie śródczaszkowe za pomocą ostrza chirurgicznego 15c Bard Parker, podniesiony płat śluzówkowo-okostnowy pełnej grubości.

Oczyszczenie tkanki ziarninowej zostanie wykonane, a płat zostanie zszyty z powrotem na miejscu za pomocą czarnego nici jedwabnej panierowanej 3-0, miejsce zostanie pokryte opatrunkiem periodontologicznym bez eugenolu dla ochrony.

Pacjent otrzyma zalecenia pooperacyjne. 2 ml krwi zostanie pobrane na początku badania (próbka 1), po 5 minutach (próbka 2) i w ciągu 20-30 minut (próbka 3) od rozpoczęcia procedury

Pobieranie próbek krwi Sześć mililitrów (6 ml) próbek krwi zostanie pobranych od pacjenta przez żyłę odłokciową, stosując ścisłą technikę aseptyczną przez sterylną plastikową kaniulę o średnicy 22 G, i wysłane do analizy qPCR w celu ilościowego określenia całkowitego ładunku bakteryjnego.

ANALIZA PCR Reakcja łańcuchowa polimerazy (PCR) to laboratoryjna technika replikacji DNA, która umożliwia selektywną amplifikację „docelowej” sekwencji DNA. PCR obejmuje enzymatyczną amplifikację DNA za pośrednictwem startera. W tym badaniu przeprowadzono ilościową reakcję łańcuchową polimerazy.

• DNA z próbek krwi zostanie wyekstrahowane za pomocą zestawu QIAamp DNA Blood Mini Kit zgodnie z zaleceniami producenta.
• W celu ilościowego określenia całkowitego ładunku bakteryjnego zostanie przeprowadzony test qPCR z użyciem uniwersalnego startera do genu 16S rybosomalnego RNA.
• Analizę przeprowadzono w całkowitej objętości 6 ml krwi.
• Próbki do qPCR zostaną umieszczone w płytkach ze studzienkami, uszczelnione i odwirowane.
• Amplifikacja zostanie wykonana, ustawienia dla qPCR będą następujące: 95 stopni Celsjusza przez 10 minut, a następnie 40 cykli amplifikacji w 95 stopniach Celsjusza przez 1 minutę, 52 stopnie Celsjusza przez 1 minutę, 72 stopnie Celsjusza przez 1 minutę.
• Po każdym cyklu produkty PCR będą monitorowane pod kątem wzrostu fluorescencji zieleni SYBR.
• Wszystkie pomiary zostaną przeprowadzone w trzech powtórzeniach zarówno dla testu, jak i dla kontroli.
• W przypadku kontroli negatywnej zostanie użyta woda ultraczysta, która zastąpi próbkę kliniczną.
• Aby określić specyficzność amplifikowanych produktów, uzyska się krzywą topnienia od 60 stopni Celsjusza do dziewięćdziesięciu pięciu stopni Celsjusza, z ciągłym pomiarem fluorescencji przy każdym 1% wzroście temperatury.
• Akwizycja i analiza danych zostanie przeprowadzona z wykorzystaniem oprogramowania ABI 7500.

Analiza statystyczna Dane zostaną poddane testowi normalności. W przypadku najlepszych danych zostanie przeprowadzony test parametryczny lub nieparametryczny. Wartość P < 0,05 zostanie uznana za istotną statystycznie.