Effet du fruit du baobab sur la glycémie postprandiale chez les adultes en bonne santé

Cette étude a été approuvée par le Comité supérieur d'éthique d'Egas Moniz Cooperativa de Ensino (code de protocole 518) et a été réalisée conformément à la Déclaration d'Helsinki (Déclaration de 1975, révisée en 2000). Un consentement éclairé a été donné à tous les participants éligibles, après des informations orales et écrites sur l'étude.

Cet essai clinique contrôlé randomisé, à l'insu des sujets, a été mené auprès de 31 sujets, recrutés au Campus Universitário Egas Moniz, à Monte de Caparica, au Portugal. Après les critères d'éligibilité et le consentement éclairé signé, les participants ont été soumis aux critères d'inclusion et d'exclusion, puis répartis au hasard dans des groupes de contrôle ou d'intervention. La méthode de séquence d'attribution était basée sur des numéros séquentiels. Le premier patient a été assigné au hasard au groupe d'intervention ou de contrôle, et les patients suivants ont été répartis séquentiellement en alternance dans chaque groupe. Une codification a été attribuée à chaque participant afin de préserver l'anonymat et d'assurer la confidentialité des données.

Après une période de jeûne de 8 à 10 heures, le groupe témoin a reçu de l'OGTT et le groupe d'intervention a reçu de l'OGTT suivi d'un extrait aqueux de baobab.

Préparation d'extrait aqueux de Baobab :

Le fruit du baobab a été acheté sur le marché de Benfica, situé dans la ville de Luanda (Angola) et apporté à Lisbonne (Portugal) dûment emballé dans un sac en plastique et stocké dans un local environnemental séché jusqu'à ce qu'il soit nécessaire. Pour l'extraction aqueuse du fruit, 40 ± 1 g de pulpe, graines et filaments rouges ont été pesés et le fruit a été bouilli dans 300 ml d'eau pendant 5 minutes. Après refroidissement lent jusqu'à température ambiante, l'extrait a ensuite été placé au réfrigérateur dans un récipient où il est resté pendant 8 heures à une température moyenne de 10°C. Le BAE a été tamisé à l'aide d'un tamis net, en le séparant des graines et des filaments, et a ensuite été soumis à l'essai clinique et aux dosages d'antioxydants. Pour les dosages d'antioxydants, après filtration, l'extrait a été passé à travers le mélangeur (Kenwood Multipro Compact Food Processor FDP302SI), filtré à nouveau pour obtenir des échantillons homogènes, en évitant la formation de précipités lors de l'analyse. La concentration finale de l'extrait aqueux obtenu, à la fois pour l'essai clinique et l'analyse chimique, était de 0,1333 g d'Adansonia digitata L. (AD) / ml d'extrait frais (FW).

Interventions:

Après une nuit de jeûne, la glycémie a été évaluée par une goutte de sang capillaire, immédiatement avant le test de tolérance au glucose oral (t0). Les participants du groupe témoin ont ingéré une solution de glucose seul (OGTT) préparée avec 75 g de glucose oral anhydre tel que prescrit par l'American Dietetic Association (ADA), dissous dans 200 ml d'eau. Le groupe d'intervention a ingéré une solution de glucose suivie de 250 ml d'extrait aqueux de baobab (33,33 g FW). La glycémie a également été mesurée à 30 (t30), 60 (t60), 90 (t90) et 120 (t120) minutes immédiatement après l'intervention, pour chaque participant, dans les groupes de contrôle et d'intervention. Un équipement de glucomètre, des bandelettes pour glucomètres (One Touch Select Plus) et des lancettes stérilisées (Sarstedt normal 21G) ont été utilisés pour mesurer les concentrations de glucose dans le sang, en veillant à la sécurité et à l'asepsie. Sur la base des valeurs de glycémie, l'aire incrémentielle de la glycémie sous la courbe (AUCi) de chaque participant a été définie à l'aide du programme GraphPad Prism (version 5.0). Les concentrations maximales (Cmax) et les variations des concentrations maximales (ΔCmax) ont été déterminées en les comparant à leurs valeurs de glycémie de base respectives.

Évaluation des paramètres anthropométriques :

Les paramètres anthropométriques ont également été recueillis, à savoir le poids, la taille et l'indice de masse corporelle (IMC). L'IMC a été calculé comme le poids (Kg) divisé par la taille (m2) au carré (Kg/m2). Le poids corporel a été estimé par bio-impédance, grâce à la balance Inbody®, modèle 230.

Évaluation de l'ingestion alimentaire :

Les participants à l'étude ont rempli un questionnaire de rappel alimentaire de 24 heures, qui a été soigneusement chargé par un enquêteur d'identifier tous les aliments consommés. La quantité de chaque aliment ingéré a été estimée à l'aide d'images. Un livre avec des photos de repas de différentes tailles a été utilisé. L'enquêteur a examiné le questionnaire avec le participant. La prise alimentaire de chaque participant a été analysée à l'aide du logiciel The Food Processor SQL (version 11.3.285) l'obtention de l'énergie totale, des glucides, des protéines et des lipides signifie l'apport.

Évaluation de la teneur en phénols totaux, proanthocyanidines et tanins hydrolysables :

La concentration phénolique totale a été déterminée selon la méthode de Folin Ciocalteu en utilisant l'acide gallique comme standard. Les résultats ont été exprimés en mg d'équivalents d'acide gallique/L (GAE/L). Pour cette analyse, 125 μl de BAE, préalablement dilué (x15) dans de l'eau et 125 μl d'éthanol ont été ajoutés à 2,5 ml de solution de réactif de Folin-Ciocalteu (1:10 dilué dans H2O) et 2 ml de carbonate de sodium aqueux (Na2CO3) 1M. Après 15 minutes, l'absorbance a été mesurée à 765 nm.

La teneur en proanthocyanidines a été déterminée selon la méthode de Gu et al (2002) avec des modifications, qui est basée sur l'hydrolyse acide de polymères de proanthocyanidines produisant des pigments rougeâtres dans une solution chaude de 1-butanol/acide chlorhydrique. Il a été ajouté 200 µl de BAE dilué (x2) à 200 µl de méthanol et 2600 µl de solution HCl/1-butanol 10% (v/v). Les tubes à essai ont été secoués et incubés à 100°C pendant 50 minutes. L'absorbance a été mesurée à 550 nm. Les résultats sont exprimés en mg équivalents de proanthocyanidines A2/L (EPA2/L).

La méthode de Willis et Allen a été adaptée pour le dosage des tanins hydrolysables du BAE. Un volume de 1 ml d'extrait a été ajouté à 5 ml d'iodate de potassium à 2,5 % (KIO3). Le mélange a ensuite été agité et remis au bain-marie à 25°C pendant 20 minutes. La lecture de l'absorbance a été effectuée par un spectrophotomètre à 550 nm et les résultats ont été exprimés en mg d'équivalents d'acide tannique/L (TAE/L).

Dosages antioxydants :

Méthode Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP) : l'effet antioxydant (pouvoir réducteur) a été évalué en surveillant la formation d'une couleur bleue intense à partir du complexe Fe2+ TPTZ, selon le test Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP). Un volume de 2850µl (25ml solution tampon acétate 300mM pH=3,6 plus 2,5 ml solution TPTZ 10mM dans HCl 40mM + 2,5 ml FeCl3.6H2O 20mM solution) a été ajouté à 150 µl de BAE dilué. Les tubes ont été maintenus à l'obscurité pendant 30 minutes (7 dosages à différentes concentrations). L'absorbance a été déterminée à 593 nm et les résultats ont été exprimés en mg d'équivalent Trolox/L (TE/L).

Méthode ABTS : cette méthode était basée sur la capacité d'un échantillon à inhiber le radical ABTS (ABTS+) par rapport à un standard antioxydant de référence (Trolox). Le radical ABTS+ a été généré par réaction chimique avec le persulfate de potassium (K2S2O8). Ainsi, 25 ml d'ABTS (7 mM) ont été ajoutés à 440 ul de K2S2O8 (140 mM) et laissés au repos dans l'obscurité à température ambiante pendant 12 à 16 h. La solution a été préparée en prenant un volume de la solution précédente et en la diluant dans de l'éthanol jusqu'à ce que son absorbance à λ = 734 nm soit de 0,70. Les tubes ont été maintenus à l'obscurité pendant 30 minutes. Les résultats sont exprimés en mg d'équivalent Trolox/L (TE/L).

La méthode DPPH : cette méthode a été déterminée par le capteur de radicaux 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle. Un volume de 150 µl de BAE a été ajouté à 2850 µl de solution de DPPH préalablement préparée dans du méthanol avec un λ = 515 nm de 1,1. Les solutions ont été conservées pendant 24 heures à l'abri de la lumière. L'absorbance a été déterminée à 515 nm et les résultats exprimés en mg d'équivalent Trolox/L (TE/L).

Capacité d'inhibition de l'anion O2•- et du radical NO :

L'anion superoxyde est généré par oxydation du NADH en réagissant avec le PMS et l'oxygène, provoquant la réduction du NBT. Un volume de 500 μl de BAE à différentes concentrations a été ajouté à 2 ml de NADH (189 μM) et de NBT (120 μM) dans du tampon Tris-HCl 40 mM pH 8. La réaction a démarré après l'ajout de 0,5 ml de PMS (60 µM) et après 5 minutes d'incubation à température ambiante, l'absorbance a été mesurée à 560 nm.

Le test d'inhibition des radicaux NO était basé sur la méthode de Nikkhah et ses collaborateurs (2008). Un volume de 250 µl de BAE à différentes concentrations a été ajouté à 1 ml de nitroprussiate de sodium et 250 µl de tampon phosphate salin (PBS). Le mélange a été maintenu pendant 150 minutes à 25°C. Ensuite, 0,5 ml de ce mélange a été ajouté à 1 ml d'acide sulfanilique (0,33 % dans de l'acide acétique glacial à 20 %), et maintenu pendant 5 minutes à température ambiante. Ensuite, on a ajouté 1 ml de NED (0,1 % p/v) et on a maintenu ce mélange pendant 30 minutes à 25°C. A la fin de la réaction, un chromophore rose s'est formé. L'absorbance a été mesurée à 540 nm. Le pourcentage d'inhibition des radicaux O2•- et NO a été déterminé à l'aide de l'équation 1 et les résultats ont été exprimés en mg d'équivalents d'acide gallique (GAE)/L.

Analyses statistiques:

L'analyse statistique a été réalisée à l'aide des logiciels Excel® et SPSS® (Statistical Package for Social Sciences) version 27.0 pour Mac. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SD (écart type) et SEM (erreur type de la moyenne). Une ANOVA à mesures répétées de type mixte a été utilisée pour évaluer la différence entre les 2 groupes pour la glycémie postprandiale à différents moments. Le test t pour échantillons indépendants a été utilisé pour évaluer la différence entre les 2 groupes pour les paramètres anthropométriques, l'apport énergétique total, les glucides, les protéines et les lipides, les valeurs Cmax, ΔCmax et AUCi. Tous les tests statistiques ont été effectués au seuil de signification de 5 %.