Efecto de la fruta de baobab sobre la glucemia posprandial en adultos sanos

Este estudio fue aprobado por el Comité Superior de Ética de Egas Moniz Cooperativa de Ensino (protocolo código 518) y se realizó de acuerdo con la Declaración de Helsinki (Declaración de 1975, revisada en 2000). Se otorgó un consentimiento informado a todos los participantes elegibles, previa información oral y escrita sobre el estudio.

Este ensayo clínico controlado aleatorio, ciego a los sujetos, se realizó con 31 sujetos, reclutados en el Campus Universitário Egas Moniz, en Monte de Caparica, Portugal. Después de que se firmaran los criterios de elegibilidad y el consentimiento informado, los participantes se sometieron a los criterios de inclusión y exclusión y, posteriormente, se asignaron al azar a grupos de control o de intervención. El método de secuencia de asignación se basó en números secuenciales. El primer paciente se asignó aleatoriamente al grupo de intervención o de control, y los siguientes pacientes se asignaron secuencialmente de manera alterna a cada grupo. Se atribuyó una codificación a cada participante para mantener el anonimato y asegurar la confidencialidad de los datos.

Después de un período de ayuno de 8 a 10 horas, el grupo de control recibió OGTT y el grupo de intervención recibió OGTT seguido de extracto acuoso de baobab.

Preparación del extracto acuoso de Baobab:

El fruto del baobab fue comprado en el mercado del Benfica, ubicado en la ciudad de Luanda (Angola) y llevado a Lisboa (Portugal) debidamente embalado en una bolsa de plástico y almacenado en un local ambiental seco hasta su necesidad. Para la extracción acuosa del fruto se pesaron 40 ± 1 g de pulpa, semillas y filamentos rojos y se hirvió el fruto en 300 ml de agua durante 5 minutos. Después de enfriar lentamente hasta temperatura ambiente, el extracto se colocó en un refrigerador en un recipiente donde permaneció durante 8 horas a una temperatura promedio de 10°C. El BAE se tamizó con la ayuda de un tamiz de red, separándolo de las semillas y filamentos, y posteriormente se sometió al ensayo clínico y a los ensayos de antioxidantes. Para los ensayos de antioxidantes, luego de la filtración, el extracto se pasó por la licuadora (Kenwood Multipro Compact Food Processor FDP302SI), se filtró nuevamente obteniendo muestras homogéneas, evitando la formación de precipitados durante el análisis. La concentración final del extracto acuoso obtenido, tanto para el ensayo clínico como para el análisis químico, fue de 0,1333 g Adansonia digitata L. (AD)/ml extracto peso fresco (FW).

Intervenciones:

Después del ayuno nocturno, el nivel de glucosa en sangre se evaluó a través de una gota de sangre capilar, inmediatamente antes de la prueba de tolerancia oral a la glucosa (t0). Los participantes del grupo de control ingirieron solución de glucosa sola (OGTT) preparada con 75 g de glucosa oral anhidra según lo prescrito por la Asociación Dietética Americana (ADA), disueltos en 200 ml de agua. El grupo de intervención ingirió solución de glucosa seguida de 250 ml de extracto acuoso de baobab (33,33 g FW). El nivel de glucosa en sangre también se midió a los 30 (t30), 60 (t60), 90 (t90) y 120 (t120) minutos inmediatamente después de la intervención, para cada participante, en los grupos de control e intervención. Para medir las concentraciones de glucosa en sangre se utilizaron equipos de glucómetro, tiras para medidores de glucosa (One Touch Select Plus) y lancetas esterilizadas (Sarstedt normal 21G), cuidando la seguridad y la asepsia. En función de los valores de glucemia, se definió el área incremental de glucosa en sangre bajo la curva (AUCi) de cada participante mediante el programa GraphPad Prism (versión 5.0). Las concentraciones máximas (Cmax) y las variaciones de las concentraciones máximas (ΔCmax) se determinaron comparándolas con sus respectivos valores de niveles de glucemia basales.

Evaluación de parámetros antropométricos:

También se recogieron los parámetros antropométricos, a saber, peso, talla e índice de masa corporal (IMC). El IMC se calculó como el peso (Kg) dividido por la altura (m2) al cuadrado (Kg/m2). El peso corporal se estimó por bioimpedancia, a través de la balanza Inbody®, modelo 230.

Evaluación de la ingestión dietética:

Los participantes del estudio completaron un cuestionario de recordatorio de alimentos de 24 horas, que fueron cuidadosamente instruidos por un investigador para identificar todos los alimentos consumidos. La cantidad de cada alimento ingerido se estimó con la ayuda de imágenes. Se utilizó un libro con dibujos de comidas en diferentes tamaños. El investigador revisó el cuestionario junto con el participante. La ingesta de alimentos de cada participante se analizó utilizando el software The Food Processor SQL (versión 11.3.285) obtención de energía total, hidratos de carbono, proteínas y lípidos por ingesta media.

Evaluación del contenido de fenoles totales, proantocianidinas y taninos hidrolizables:

La concentración de fenoles totales se determinó según el método de Folin Ciocalteu empleando ácido gálico como estándar. Los resultados se expresaron como mg de equivalentes de ácido gálico/L (GAE/L). Para este análisis se añadieron 125 μl de BAE, previamente diluido (x15) en agua y 125 μl de etanol, a 2,5 ml de solución reactiva de Folin-Ciocalteu (diluida 1:10 en H2O) y 2 ml de carbonato de sodio acuoso (Na2CO3) 1M. Después de 15 minutos se midió la absorbancia a 765 nm.

El contenido de proantocianidinas se determinó según el método de Gu et al (2002) con modificaciones, que se basa en la hidrólisis ácida de polímeros de proantocianidinas que producen pigmentos rojizos en solución caliente de 1-butanol/ácido clorhídrico. Se añadieron 200 μl de BAE diluido (x2) a 200 μl de metanol y 2600 μl de solución de HCl/1-butanol al 10% (v/v). Los tubos de ensayo se agitaron y se incubaron a 100°C durante 50 minutos. La absorbancia se midió a 550 nm. Los resultados se expresan en mg equivalentes de proantocianidinas A2/L (EPA2/L).

Se adaptó el método de Willis y Allen para la determinación de taninos hidrolizables del BAE. Se añadió un volumen de 1 ml de extracto a 5 ml de yodato de potasio al 2,5% (KIO3). Luego se agitó la mezcla y se devolvió al baño de agua a 25°C durante 20 minutos. La lectura de absorbancia se realizó mediante un espectrofotómetro a 550 nm y los resultados se expresaron como mg de equivalentes de ácido tánico/L (TAE/L).

Ensayos de antioxidantes:

Método del Poder Antioxidante Reductor Férrico (FRAP): el efecto antioxidante (capacidad reductora) se evaluó mediante el seguimiento de la formación de un color azul intenso a partir del complejo Fe2+ TPTZ, según el ensayo del Poder Antioxidante Reductor Férrico (FRAP). Un volumen de 2850µl (25ml solución tampón acetato 300mM pH=3,6 más 2,5ml solución TPTZ 10mM en HCl 40mM + 2,5ml FeCl3.6H2O 20mM solución) se añadió a 150 µl de BAE diluido. Los tubos se mantuvieron en la oscuridad durante 30 minutos (7 ensayos a diferentes concentraciones). La absorbancia se determinó a 593 nm y los resultados se expresaron en mg de equivalentes Trolox/L (TE/L).

Método ABTS: este método se basó en la capacidad de una muestra para inhibir el radical ABTS (ABTS+) en comparación con un estándar antioxidante de referencia (Trolox). El radical ABTS+ se generó por reacción química con persulfato de potasio (K2S2O8). Así, se añadieron 25 ml de ABTS (7 mM) a 440 µl de K2S2O8 (140 mM) y se dejó reposar en la oscuridad a temperatura ambiente durante 12-16 h. La solución se preparó tomando un volumen de la solución anterior y diluyéndola en etanol hasta que su absorbancia a λ = 734 nm fue de 0,70. Los tubos se mantuvieron en la oscuridad durante 30 minutos. Los resultados expresados ​​en mg de Trolox equivalentes/L (TE/L).

El método DPPH: este método fue determinado por el captador de radicales 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo. Se añadió un volumen de 150 μl de BAE a 2850 μl de solución de DPPH previamente preparada en metanol con un λ=515 nm de 1.1. Las soluciones se mantuvieron durante 24 horas en ausencia de luz. La absorbancia se determinó a 515 nm y los resultados se expresaron en mg de equivalentes Trolox/L (TE/L).

Capacidad de inhibición del anión O2•- y del radical NO:

El anión superóxido se genera por oxidación de NADH al reaccionar con PMS y oxígeno, provocando la reducción de NBT. Se añadió un volumen de 500 μl de BAE con diferente concentración a 2 ml de NADH (189 μM) y NBT (120 μM) en tampón Tris-HCl 40 mM pH 8. La reacción se inició tras la adición de 0,5 ml de PMS (60 μM) y tras 5 minutos de incubación a temperatura ambiente, se midió la absorbancia a 560 nm.

La prueba de inhibición de radicales NO se basó en el método de Nikkhah y colaboradores (2008). Se añadió un volumen de 250 μl de BAE con diferentes concentraciones a 1 ml de nitroprusiato de sodio y 250 μl de solución salina tamponada con fosfato (PBS). La mezcla se mantuvo durante 150 minutos a 25°C. A continuación, se añadieron 0,5 ml de esta mezcla a 1 ml de ácido sulfanílico (0,33 % en ácido acético glacial al 20 %) y se mantuvo durante 5 minutos a temperatura ambiente. Luego se agregó 1 ml de NED (0.1% p/v) y se mantuvo esta mezcla por 30 minutos a 25°C. Al final de la reacción se formó un cromóforo rosa. La absorbancia se midió a 540 nm. El porcentaje de inhibición de los radicales O2•- y NO se determinó mediante la ecuación 1 y los resultados se expresaron en mg de equivalentes de ácido gálico (GAE)/L.

Análisis estadístico:

El análisis estadístico se realizó con el software Excel® y SPSS® (Statistical Package for Social Sciences) versión 27.0 para Mac. Los datos se presentan como media ± SD (desviación estándar) y SEM (error estándar de la media). Se utilizó ANOVA de medición repetida de tipo mixto para evaluar la diferencia entre los 2 grupos para la glucosa en sangre posprandial en diferentes momentos. Se utilizó la prueba t de muestras independientes para evaluar la diferencia entre los 2 grupos en cuanto a parámetros antropométricos, ingesta total de energía, carbohidratos, proteínas y lípidos, valores de Cmax, ΔCmax y AUCi. Todas las pruebas estadísticas se realizaron al 5% de nivel de significación.