Wirkung von Baobab-Früchten auf die postprandiale Glykämie bei gesunden Erwachsenen

Diese Studie wurde von Egas Moniz Cooperativa de Ensino Superior Ethics Committee (Protokollcode 518) genehmigt und in Übereinstimmung mit der Deklaration von Helsinki (Deklaration von 1975, überarbeitet 2000) durchgeführt. Nach mündlicher und schriftlicher Information über die Studie wurde allen in Frage kommenden Teilnehmern eine Einverständniserklärung nach Aufklärung erteilt.

Diese randomisierte, kontrollierte klinische Studie, blind für Probanden, wurde mit 31 Probanden durchgeführt, die am Campus Universitário Egas Moniz in Monte de Caparica, Portugal, rekrutiert wurden. Nach Unterzeichnung der Eignungskriterien und der Einwilligungserklärung wurden die Teilnehmer den Einschluss- und Ausschlusskriterien unterzogen und anschließend nach dem Zufallsprinzip Kontroll- oder Interventionsgruppen zugeteilt. Die Methode der Zuordnungsreihenfolge basierte auf fortlaufenden Nummern. Der erste Patient wurde nach dem Zufallsprinzip der Interventions- oder Kontrollgruppe zugeteilt, und die folgenden Patienten wurden der Reihe nach abwechselnd jeder Gruppe zugeteilt. Jedem Teilnehmer wurde eine Kodierung zugewiesen, um die Anonymität zu wahren und die Vertraulichkeit der Daten zu gewährleisten.

Nach einem Fastenzeitraum von 8-10 Stunden erhielt die Kontrollgruppe OGTT und die Interventionsgruppe erhielt OGTT, gefolgt von wässrigem Baobab-Extrakt.

Zubereitung des wässrigen Baobab-Extrakts:

Die Baobab-Frucht wurde auf dem Markt von Benfica in der Stadt Luanda (Angola) gekauft und nach Lissabon (Portugal) gebracht, ordnungsgemäß in eine Plastiktüte verpackt und bis zum Bedarf in einem getrockneten Umweltlokal gelagert. Für die wässrige Extraktion der Frucht wurden 40 ± 1 g Fruchtfleisch, Samen und rote Fäden abgewogen und die Frucht wurde in 300 ml Wasser für 5 Minuten gekocht. Nach langsamem Abkühlen auf Raumtemperatur wurde der Extrakt dann in einen Kühlschrank in einen Behälter gestellt, wo er 8 Stunden lang bei einer Durchschnittstemperatur von 10°C blieb. Das BAE wurde mit Hilfe eines Netzsiebs gesiebt, wodurch es von den Samen und Filamenten getrennt wurde, und wurde anschließend dem klinischen Versuch und den Antioxidanstests unterzogen. Für die Antioxidans-Assays wurde der Extrakt nach der Filtration durch den Mixer (Kenwood Multipro Compact Food Processor FDP302SI) geleitet, erneut filtriert, wodurch homogene Proben erhalten wurden, wobei die Bildung von Präzipitaten während der Analyse vermieden wurde. Die Endkonzentration des erhaltenen wässrigen Extrakts war sowohl für den klinischen Versuch als auch für die chemische Analyse 0,1333 g Adansonia digitata L. (AD)/ml Frischgewicht des Extrakts (FW).

Eingriffe:

Nach dem Fasten über Nacht wurde der Blutzuckerspiegel unmittelbar vor dem oralen Glukosetoleranztest (t0) durch einen Kapillarbluttropfen bestimmt. Die Teilnehmer der Kontrollgruppe nahmen nur Glukoselösung (OGTT) ein, die mit 75 g wasserfreier oraler Glukose zubereitet wurde, wie von der American Dietetic Association (ADA) vorgeschrieben, gelöst in 200 ml Wasser. Die Interventionsgruppe nahm Glukoselösung ein, gefolgt von 250 ml wässrigem Baobab-Extrakt (33,33 g FW). Der Blutzuckerspiegel wurde auch bei 30 (t30), 60 (t60), 90 (t90) und 120 (t120) Minuten unmittelbar nach der Intervention für jeden Teilnehmer in der Kontroll- und Interventionsgruppe gemessen. Glukosemessgeräte, Streifen für Glukosemessgeräte (One Touch Select Plus) und sterilisierte Lanzetten (Sarstedt normal 21G) wurden verwendet, um die Blutzuckerkonzentrationen zu messen, wobei auf Sicherheit und Asepsis geachtet wurde. Basierend auf den Glykämiewerten wurde die inkrementelle Fläche des Blutzuckers unter der Kurve (AUCi) jedes Teilnehmers unter Verwendung des Programms GraphPad Prism (Version 5.0) definiert. Die maximalen Konzentrationen (Cmax) und Variationen der maximalen Konzentrationen (ΔCmax) wurden bestimmt, indem sie mit ihren jeweiligen Grundlinien-Glykämiespiegeln verglichen wurden.

Bewertung der anthropometrischen Parameter:

Die anthropometrischen Parameter wurden ebenfalls erhoben, nämlich Gewicht, Größe und Body-Mass-Index (BMI). Der BMI wurde berechnet als Gewicht (kg) dividiert durch Körpergröße (m2) im Quadrat (kg/m2). Das Körpergewicht wurde durch Bioimpedanz geschätzt, durch die Waage Inbody®, Modell 230.

Beurteilung der Nahrungsaufnahme:

Die Teilnehmer der Studie füllten einen 24-Stunden-Fragebogen zum Rückruf von Lebensmitteln aus, der von einem Ermittler sorgfältig angewiesen wurde, alle verzehrten Lebensmittel zu identifizieren. Die Menge jeder aufgenommenen Nahrung wurde mit Hilfe von Bildern geschätzt. Ein Buch mit Bildern von Mahlzeiten in verschiedenen Größen wurde verwendet. Der Prüfer überprüfte den Fragebogen zusammen mit dem Teilnehmer. Die Nahrungsaufnahme jedes Teilnehmers wurde mit der Software The Food Processor SQL (Version 11.3.285) analysiert. Gewinnung von Gesamtenergie, Kohlenhydraten, Proteinen und Lipiden bedeutet Aufnahme.

Bewertung des Gehalts an Gesamtphenol, Proanthocyanidinen und hydrolysierbaren Tanninen:

Die Gesamtphenolkonzentration wurde gemäß dem Folin Ciocalteu-Verfahren unter Verwendung von Gallussäure als Standard bestimmt. Die Ergebnisse wurden als mg Gallussäureäquivalente/l (GAE/l) ausgedrückt. Für diese Analyse wurden 125 μl BAE, zuvor verdünnt (x15) in Wasser und 125 μl Ethanol zu 2,5 ml Folin-Ciocalteu-Reagenzlösung (1:10 verdünnt in H2O) und 2 ml wässrigem Natriumcarbonat (Na2CO3) gegeben. 1M. Nach 15 Minuten wurde die Extinktion bei 765 nm gemessen.

Der Gehalt an Proanthocyanidinen wurde gemäß der modifizierten Methode von Gu et al. (2002) bestimmt, die auf der sauren Hydrolyse von Proanthocyanidinpolymeren basiert, die in heißer 1-Butanol/Salzsäure-Lösung rötliche Pigmente erzeugen. Es wurden 200 &mgr;l BAE verdünnt (x2) zu 200 &mgr;l Methanol und 2600 &mgr;l 10% (v/v) HCl/1-Butanol-Lösung gegeben. Die Reagenzgläser wurden geschüttelt und bei 100°C für 50 Minuten inkubiert. Die Extinktion wurde bei 550 nm gemessen. Die Ergebnisse werden als mg-Äquivalente von Proanthocyanidinen A2 /L (EPA2/L) ausgedrückt.

Die Methode von Willis und Allen wurde für die Bestimmung von hydrolysierbaren Tanninen des BAE angepasst. Ein Volumen von 1 ml Extrakt wurde zu 5 ml 2,5 % Kaliumjodat (KIO3) gegeben. Die Mischung wurde dann gerührt und für 20 Minuten wieder in das Wasserbad bei 25°C gegeben. Die Ablesung der Extinktion wurde mit einem Spektrophotometer bei 550 nm durchgeführt und die Ergebnisse wurden als mg Gerbsäureäquivalente/l (TAE/l) ausgedrückt.

Antioxidans-Assays:

Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP)-Methode: Die antioxidative Wirkung (Reduktionsfähigkeit) wurde durch Überwachung der Bildung einer intensiven blauen Farbe aus dem Fe2+ TPTZ-Komplex gemäß dem Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP)-Assay bewertet. Ein Volumen von 2850 µl (25 ml 300 mM Acetatpufferlösung pH=3,6 plus 2,5 ml 10 mM TPTZ-Lösung in 40 mM HCl + 2,5 ml 20 mM FeCl3.6H2O Lösung) wurde zu 150 µl verdünntem BAE gegeben. Die Röhrchen wurden 30 Minuten lang im Dunkeln gehalten (7 Assays bei unterschiedlichen Konzentrationen). Die Extinktion wurde bei 593 nm bestimmt und die Ergebnisse wurden in mg Trolox-Äquivalenten/l (TE/l) ausgedrückt.

ABTS-Methode: Diese Methode basierte auf der Fähigkeit einer Probe, das ABTS-Radikal (ABTS+) im Vergleich zu einem Antioxidans-Referenzstandard (Trolox) zu hemmen. Das Radikal ABTS+ wurde durch chemische Reaktion mit Kaliumpersulfat (K2S2O8) erzeugt. So wurden 25 ml ABTS (7 mM) zu 440 &mgr;l K 2 S 2 O 8 (140 mM) gegeben und 12–16 h im Dunkeln bei Raumtemperatur stehen gelassen. Die Lösung wurde hergestellt, indem ein Volumen der vorherigen Lösung entnommen und in Ethanol verdünnt wurde, bis ihre Extinktion bei λ = 734 nm 0,70 betrug. Die Röhrchen wurden 30 Minuten lang im Dunkeln gehalten. Die Ergebnisse werden in mg Trolox-Äquivalenten/L (TE/L) ausgedrückt.

Die DPPH-Methode: Diese Methode wurde durch den Radikalfänger 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl bestimmt. Ein Volumen von 150 &mgr;l BAE wurde zu 2850 &mgr;l zuvor in Methanol hergestellter DPPH-Lösung mit einem &lgr; = 515 nm von 1,1 hinzugefügt. Die Lösungen wurden 24 Stunden unter Ausschluss von Licht aufbewahrt. Die Extinktion wurde bei 515 nm bestimmt und die Ergebnisse in mg Trolox-Äquivalenten/l (TE/l) ausgedrückt.

Hemmkapazität von O2•- Anion und NO-Radikal:

Das Superoxid-Anion wird durch Oxidation von NADH durch Reaktion mit PMS und Sauerstoff erzeugt, was die Reduktion von NBT bewirkt. Ein Volumen von 500 μl BAE mit unterschiedlicher Konzentration wurde zu 2 ml NADH (189 μM) und NBT (120 μM) in 40 mM Tris-HCl-Puffer pH 8 gegeben. Die Reaktion wurde nach Zugabe von 0,5 ml PMS (60 μM) gestartet und nach 5 Minuten Inkubation bei Raumtemperatur wurde die Extinktion bei 560 nm gemessen.

Der Hemmungs-NO-Radikaltest basierte auf der Methode von Nikkhah und Mitarbeitern (2008). Ein Volumen von 250 &mgr;l BAE mit unterschiedlichen Konzentrationen wurde zu 1 ml Natriumnitroprussid und 250 &mgr;l phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) gegeben. Die Mischung wurde 150 Minuten bei 25°C gehalten. Dann wurden 0,5 ml dieser Mischung zu 1 ml Sulfanilsäure (0,33 % in 20 % Eisessig) gegeben und 5 Minuten bei Raumtemperatur gehalten. Dann wurde 1 ml NED (0,1 % Gew./Vol.) zugegeben und diese Mischung 30 Minuten bei 25°C gehalten. Am Ende der Reaktion wurde ein rosa Chromophor gebildet. Die Extinktion wurde bei 540 nm gemessen. Der Prozentsatz der Hemmung von O2•- und NO-Radikalen wurde unter Verwendung von Gleichung 1 bestimmt und die Ergebnisse wurden als mg Gallussäureäquivalente (GAE)/l ausgedrückt.

Statistische Analyse:

Die statistische Analyse wurde unter Verwendung der Software Excel® und SPSS® (Statistical Package for Social Sciences) Version 27.0 für Mac durchgeführt. Die Daten werden als Mittelwert ± SD (Standardabweichung) und SEM (Standardfehler des Mittelwerts) dargestellt. ANOVA mit wiederholter Messung vom gemischten Typ wurde verwendet, um den Unterschied zwischen den zwei Gruppen für postprandialen Blutzucker zu unterschiedlichen Zeiten zu bestimmen. Der t-Test für unabhängige Stichproben wurde verwendet, um den Unterschied zwischen den beiden Gruppen für anthropometrische Parameter, Gesamtenergieaufnahme, Kohlenhydrate, Protein und Lipide, Cmax-, ΔCmax- und AUCi-Werte zu bestimmen. Alle statistischen Tests wurden auf dem Signifikanzniveau von 5 % durchgeführt.