Lasery w leczeniu periimplantitis

Badanie zostało zaprojektowane jako prospektywne, randomizowane, kontrolowane badanie trwające 6 miesięcy. Uczestników rekrutowano z Katedry Periodontologii i Biologii Implantów Wydziału Stomatologicznego Szkoły Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Arystotelesa w Salonikach. Pacjenci biorący udział w tym badaniu powinni mieć co najmniej jeden implant ze zdiagnozowanym periimplantitis zgodnie z definicją Światowych Warsztatów nt. Periodontologii z 2017 roku.

Dwie grupy stanowiły grupę kontrolną (grupa C), w której przeprowadzono chirurgiczne leczenie periimplantitis z użyciem płata dostępowego i mechanicznego oprzyrządowania zanieczyszczonej powierzchni implantu. W grupie badanej (grupa Laser) przeprowadzono leczenie chirurgiczne z łącznym zastosowaniem naświetlania laserem zanieczyszczonej powierzchni implantu.

W celu oceny głębokości ubytku kostnego wokół implantu wykonano badanie radiologiczne na początku badania.

Przydział pacjentów do dwóch grup badania został poprzedzony procesem randomizacji z wykorzystaniem oprogramowania komputerowego (www.randomizer.org). U pacjentów z więcej niż jednym implantem, u których wystąpiło zapalenie okołowszczepowe, druga procedura randomizacji z tą samą procedurą określała, który implant zostanie włączony. Wyniki randomizacji umieszczono w nieprzezroczystych kopertach, do których dostęp miał tylko superwizor (IV) i wręczono je prowadzącemu badanie dla każdego pacjenta, tuż przed interwencją terapeutyczną. Niniejsze badanie zostało zatwierdzone przez Komisję Etyki Szkoły Stomatologii. Protokół nr 83/15-06-2020. Wszyscy uczestnicy otrzymali pisemną informację o celu i przebiegu badania, a następnie zostali poproszeni o podpisanie zgody.

Obliczenie wielkości próbki przeprowadzono na podstawie analizy pacjenta w celu wykrycia klinicznie istotnej różnicy w głębokości kieszonek sondujących (PPD) wynoszącej 1 mm ± 0,75 mm SD między dwiema grupami (kontrolną i laserową). Błąd I rodzaju ustalono na poziomie 0,05, a moc na 0,80. Minimalną wymaganą wielkość próby obliczono na dziesięciu pacjentów na grupę. Ponadto, w celu wykrycia klinicznie istotnej różnicy w PPD wynoszącej 1 mm ± 1 mm SD między dwoma okresami w grupie, z błędem typu I 0,05 i mocą 0,80, minimalną wymaganą wielkość próby oszacowano na dziesięciu pacjentów na grupę zbyt.

Harmonogram leczenia:

Po wstępnym badaniu klinicznym i radiograficznym pacjentów poddano badaniu przesiewowemu i odpowiednio potwierdzono przydatność do włączenia do badania. Podczas badania wyjściowego przeprowadzono pomiary kliniczne i pobrano płyn szczelinowy (PICF) wokół implantu w celu pobrania biomarkerów. PICF pobierano przed sondowaniem i co najmniej 24 godziny po wstępnym badaniu, aby uniknąć zanieczyszczenia krwią. Na sesji wyjściowej po wstępnej ocenie pacjenci otrzymali wskazania do higieny jamy ustnej oraz niechirurgiczną terapię ubytków okołowszczepowych w zakresie skalingu i wyrównywania korzeni kiretami tytanowymi oraz wspomagającego płukania rowka okołowszczepowego chlorheksydyną 0,20% . Mechaniczne oczyszczenie za pomocą ultradźwięków i instrumentów ręcznych zostało również przeprowadzone na całym uzębieniu przed operacją. Cztery-sześć tygodni po leczeniu niechirurgicznym wyznaczono termin operacji. Każdego pacjenta obserwowano przez dwa tygodnie, trzy miesiące i sześć miesięcy po operacji, a następnie przeprowadzono wzmocnienie higieny jamy ustnej. Pomiary kliniczne i oceny biomarkerów przeprowadzono na początku badania i sześć miesięcy po operacji. Następujące parametry kliniczne rejestrowano na początku leczenia i sześć miesięcy po leczeniu: punktacja płytki nazębnej (FMPS), odsetek miejsc z pozytywnym wynikiem krwawienia podczas sondowania (BoP), głębokość kieszonek sondą (PPD), recesja dziąseł (REC) i sondowanie poziomy przywiązania (PAL).

• BoP: obecność (+) lub brak (-) krwawienia w procentach (%) 30 s po wprowadzeniu sondy do kieszonki wokół implantu
• FMPS: Ocena płytki nazębnej w pełnych ustach
• PPD: odległość od brzegu błony śluzowej do dna kieszeni wokół implantu.
• REC: odległość od ramienia korony protetycznej do brzegu błony śluzowej
• PAL: odległość od ramienia korony protetycznej do dna bruzdy lub kieszonki wokół implantu.

Wszystkie pomiary rejestrowano w sześciu miejscach na implant za pomocą sondy periodontologicznej o skali 15 mm i oceniano co 1 mm (Hu-friedy® CP-12). Trzy najgłębsze miejsca na każdym implancie zostały uwzględnione w analizie statystycznej dla oceny PPD i PAL. Wszystkie badania przeprowadzał ten sam egzaminator (I.F.). Odtwarzalność wewnątrz badającego została obliczona podczas dwóch sesji kalibracyjnych. Zgodność między badającymi została oceniona za pomocą współczynnika korelacji wewnątrzklasowej (ICC) i wykazała zgodność na poziomie 0,93 (95% CI: 0,89 do 0,96).

Procedury chirurgiczne Zastosowano znieczulenie miejscowe, a każdy pacjent do przedoperacyjnej dezynfekcji jamy ustnej stosował roztwór do płukania ust 0,20% chlorheksydyny. Po wewnętrznym cięciu skośnym uniesiono płaty pełnej grubości, aby uzyskać dostęp do ubytków kostnych wokół implantu.

• Grupa kontrolna (Grupa C): wykonano usunięcie ziarniny i mechaniczne oprzyrządowanie powierzchni implantu za pomocą tytanowych skalerów implantów (@Hu-Friedy, IMPLG1/2T). Po oprzyrządowaniu dokonano dokładnego oczyszczenia powierzchni implantu za pomocą wysterylizowanej gazy nasączonej 0,2% roztworem chlorheksydyny.
• Grupa testowa (Grupa L): W grupie testowej zastosowano laser Nd:YAG, 1064nm (Fotona, Light Walker AT, Ljubljana, Słowenia) w połączeniu z laserem Er:YAG, 2940nm (Fotona, Light Walker AT, Ljubljana, Słowenia) . Początkowo usuwanie ziarniny wykonywano laserem Er:YAG 160mJ, 10Hz, LP, końcówka cylindryczna 1,3mm, głowica H14-C, W/A:6/4, 30ml na minutę. Dodatkowo przeprowadzono dekontaminację powierzchni implantu laserem Er:YAG 2940nm, tryb QSP, 45mj, 20Hz, bezkontaktowo, rękojeść H02-C, W/A: 6/4 . Krwawienia i dezynfekcję kości wykonano przy użyciu lasera Εr: YAG 160mJ, 15Hz, bezkontaktowego, rękojeści H02-C, W/A: 6/4 (Fotona, Light Walker AT, Ljubljana, Słowenia). Następnie zastosowano laser Nd:YAG 1,5W, 15Hz, MSP, rękojeść bezkontaktowa R21-C3, włókno 300μm do głębokiej dekontaminacji tkanek i redukcji obciążenia mikrobiologicznego. Uważano, aby włókno nie było skierowane w stronę powierzchni implantu. Na koniec zastosowano laser Nd:YAG 0,5W, 10Hz, VLP, bezkontaktową rękojeść R21-C3, włókno 300μm (Fotona, Light Walker AT, Ljubljana, Słowenia) w niskim poziomie po zszyciu w celu fotobiomodulacji. Wszystkie ustawienia lasera zostały oparte na właściwościach fizycznych lasera i interakcji z tkankami i powierzchniami implantów. Protokół został zaplanowany we współpracy z firmą laserową, biorąc pod uwagę wcześniejsze badania z użyciem laserów Er:YAG w peri-implantitis. Podczas naświetlania laserem zarówno personel stomatologiczny, jak i pacjenci nosili okulary ochronne. Zarówno w grupie kontrolnej, jak iw grupie poddanej laserowi, w razie potrzeby w celu lepszego dopasowania płatka wykonywano osteoplastię.

Punkt końcowy oczyszczania dla każdego zabiegu określono na podstawie makroskopowej oceny miejsca ubytku. Po założeniu szwów pacjentom podano zalecenia pooperacyjne oraz podano środki przeciwbólowe (ibuprofen 400 mg 3 razy dziennie przez 4 dni). Szwy usunięto około 14 dni po operacji, a wszystkim pacjentom udzielono zaleceń pooperacyjnych. Obejmowały one płukanie jamy ustnej 0,12% chlorheksydyną dwa razy dziennie przez dwa tygodnie, tylko dla grupy kontrolnej, oraz staranne szczotkowanie zębów miękką szczoteczką, tak aby miejsce zszycia było skutecznie oczyszczone, ale bez urazów w obu grupach.

Pobieranie i ocena biomarkera Płyn szczelinowy wokół implantu (PICF) i próbki pobrano z jednego miejsca implantacji od każdej osoby biorącej udział w badaniu. Próbki pobrano co najmniej 24 godziny po wstępnym badaniu klinicznym, aby uniknąć zanieczyszczenia krwią z miejsc wokół implantu wykazujących najgłębszą głębokość sondowania. Próbki pobierano techniką bibuły filtracyjnej. W skrócie, miejsca pobierania próbek zostały odizolowane, wysuszone na powietrzu i izolowane za pomocą wacików. Biofilm naddziąsłowy delikatnie usunięto, a następnie cienki, sterylny pasek papieru wprowadzono do bruzdy/kieszonki wokół implantu, aż do wyczucia lekkiego oporu i pozostawienia na miejscu przez 30s. Paski, które były wizualnie zanieczyszczone krwią lub śliną, odrzucano. Uzyskaną objętość próbki płynu w pasku mierzono przez obliczenie resorbowanej objętości PICF na 30 sekund, a paski papieru umieszczono w plastikowych probówkach do mikrowirówki. Otrzymane próbki przechowywano w temperaturze -80°C do czasu przetworzenia do analizy biochemicznej za pomocą testów immunoenzymatycznych (ELISA).

Przed analizą próbki rozcieńczono roztworem buforu fosforanowego (PBS), wirowano przez 20 min przy 4000 g w celu oddzielenia komórek i resztek, a następnie usunięto paski bibuły. Otrzymane próbki przechowywano w temperaturze 20°C do czasu przygotowania do analizy biochemicznej. Do pomiaru stężeń biomarkerów kostnych sRANKL i OPG wykorzystano dostępne w handlu zestawy ELISA z PICF (Biovendor sRANKL (total) Human ELISA (Osteoprotegerin Ligand, OPG (total) Human Osteoprotegerin, Biovendor - Labolatorni medicina a.s - Czech Republic) . Minimalnymi granicami wykrywalności były: sRANKL (0,4 pmol/l) i OPG (0,03 pmol/l). W skrócie test ELISA i przeciwciała monoklonalne specyficzne dla tych biomarkerów zostały wstępnie pokryte mikropłytką. Po wypłukaniu niezwiązanych substancji, do każdej studzienki dodano połączone z enzymem przeciwciało poliklonalne swoiste dla biomarkera. Płytkę inkubowano w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę i studzienki ponownie przemyto. Po jednej godzinie inkubacji dodano roztwór zatrzymujący i reakcję zatrzymano. Uzyskana barwa, proporcjonalna do ilości związanego biomarkera w etapie początkowym, pozwoliła zmierzyć jej intensywność za pomocą spektrofotometrii (450/620 nm, procesor ELISA). Krzywą kalibracji wykreślono za pomocą analizy regresji, a gęstość optyczną próbki wykorzystano do oszacowania stężenia biomarkerów. Stężenia wyrażono jako biomarker na 30 sekund (pg/30s). Podczas analizy laboratoryjnej próbki były ślepe dla technika laboratoryjnego.