Wpływ ekstraktu z imbiru na glikemię poposiłkową zdrowych osób dorosłych i jego właściwości przeciwutleniające

To badanie kliniczne zostało zatwierdzone przez Komisję Etyczną (numer procesu 519 na dzień 23 listopada 2016 r.). Wszyscy uczestnicy podpisali pisemną świadomą zgodę po wyjaśnieniu celu i procedur ryzyka eksperymentalnego oraz zapewniono jej chronioną poufność. Procedurę eksperymentalną z udziałem człowieka przeprowadzono zgodnie z Deklaracją Helsińską.

Ta ślepa (dla uczestników) randomizowana, kontrolowana próba kliniczna została przeprowadzona w szkole wyższej Egas Moniz na 30 osobach dorosłych bez cukrzycy. Uczestnicy w wieku od 18 do 40 zostali wybrani i losowo przydzieleni do grupy interwencyjnej (IG) (n=15) i grupy kontrolnej (CG) (n=15), w których uczestnicy byli naprzemiennie włączani do grup. IG przeprowadził doustny test tolerancji glukozy (OGTT), a następnie podał wodny ekstrakt z imbiru, a CG wykonał samo podanie OGTT.

Do przygotowania ekstraktu z imbiru sproszkowany imbir (Zingibre officinalle Roscoe) uzyskano od firmy portugalskiej pochodzenia indyjskiego i przechowywano w suszonym środowisku lokalnie do momentu użycia. Produkt ma numer partii LI1GIGRNT150012. Sproszkowany imbir odważono indywidualnie (po 0,2 g w każdej dawce) i dodano do 100 ml przegotowanej wody uzyskując ekstrakt z imbiru, parząc 10 minut. Roztwór ekstraktu imbiru schłodzono do temperatury pokojowej i rozdano każdemu uczestnikowi. Metoda ta została zaadaptowana przez Wilkinsona, J.M. (2000). Do analizy chemicznej wykorzystano otrzymany wcześniej wodny ekstrakt imbiru.

Jeśli chodzi o ocenę poziomu glukozy we krwi, próbkę krwi pobrano od każdego uczestnika za pomocą kropli krwi kapilarnej przed interwencją (na czczo) oraz po 30, 60, 90 i 120 minutach. Analizę poziomu glukozy we krwi przeprowadzono za pomocą pasków do glukometru (Onetouch Select Plus Flex), sterylizowanego lancetu oraz aparatury do glukometru.

Zebrano ogólną charakterystykę uczestników, a mianowicie dane antropometryczne, leczenie farmakologiczne i stan zdrowia za pomocą kwestionariusza. Ponadto 24-godzinne przypomnienie diety w dniu poprzedzającym interwencję było stosowane do pobierania próbek uczestników. Analiza żywieniowa spożytej diety została przeprowadzona za pomocą programu Food Processor SQL (wersja 10.5.0).

Oznaczenie ogólnej zawartości związków fenolowych w wodnym ekstrakcie imbiru wykonano metodą Folina-Ciocalteu. Całkowite wyniki fenolowe wyrażono jako mg ekwiwalentu kwasu galusowego (GAE)/l ekstraktu z imbiru. Objętość 125 μl ekstraktu imbiru i 2 ml węglanu sodu dodano do 2,5 ml odczynnika Folina-Ciocalteu. Po 15 minutach zmierzono absorbancję przy 765 nm. Oznaczenie związków flawonoidowych w wodnym ekstrakcie imbiru wykonano metodą Prabha. Wyniki dla flawonoidów wyrażono jako mg równoważnika kwercetyny (GAE)/L ekstraktu z imbiru. Objętość 2 ml ekstraktu imbiru dodano do 0,1 ml bezwodnego roztworu chlorku glinu (10%), 0,1 ml octanu potasu (1M) i 2,8 ml wody destylowanej. Po 30 minutach zmierzono absorbancję przy 415 nm.

Aktywność przeciwutleniającą mierzono za pomocą różnych testów:

Aktywność zmiatania anionorodników ponadtlenkowych określono na podstawie metody Morais i in. Anion ponadtlenkowy został wygenerowany w reakcji metosiarczanu fenazyny (PMS), wodorku dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NADH) i tlenu, powodując zmniejszenie NBT w formazanie. Objętość 0,5 ml próbki dodano do 0,5 ml roztworu zawierającego NADH (189 mikroM) i NBT (120 mikroM) z Tris-HCl (40 mM, pH = 8). Reakcja rozpoczęła się po dodaniu 0,5 ml PMS (60 mikroM). Próbkę kontrolną mierzono używając wyłącznie wody destylowanej. Po 5 minutach inkubacji zmierzono absorbancję kontrolną przy 560 nm w temperaturze pokojowej.

Aktywność hamowania tlenku azotu określono metodą Khayami i in. Objętość 1 ml nitroprusydku sodu 10 nm dodano do 250 mikrolitrów soli fizjologicznej buforowanej defosforanami (PBS) i 250 mikrolitr roztworu testowego i wstrząsano. Poprzedni roztwór inkubowano przez 150 min w 25ºC, a następnie dodano 3 ml kwasu sulfanilowego i 0,33% kwasu octowego lodowatego. Po 5 minutach w temperaturze pokojowej dodano 3 ml dichlorowodorku n-(1-naftylo)etylenodiaminy (NED, 0,1% m/v) i inkubowano przez 30 minut w temperaturze 25°C. Absorbancję mierzono przy 533 nm. Poprzednią procedurę zastosowano do kontroli otrzymanej z użyciem wody.

Wolny rodnik 2,2'-azyno-bis(kwas 3-etylobenzotiazolino-6-sulfonowy) (ABTS) otrzymano przez utlenianie ABTS 140 mM nadsiarczanem potasu przez 12 godzin w ciemności, zgodnie z metodą Zulueta i in. Przygotowano roztwór z 10 ml ABTS 7 nm i 176 mikrolitrów nadsiarczanu i przechowywano w temperaturze pokojowej przez 12 godzin w ciemności. Poprzedni roztwór rozcieńczono etanolem do absorbancji 0,7 przy 734 nm. Objętość 2850 mikrolitrów rodnika ABTS dodano do 150 mikrolitr próbki i do 150 mikrolitr wody. Po 30 minutach w ciemności określono absorbancję przy 734 nm. Stężenie Trolox stosowano jako wzorzec (mM Trolox/l). Ten test przeprowadzono dla kilku stężeń ekstraktu w celu obliczenia IC50.

Analizę statystyczną danych przeprowadzono za pomocą oprogramowania SPSS Statistics (Pakiet Statystyczny dla Nauk Społecznych) (wersja 22). Zastosowano średnią i błąd standardowy średniej. Zastosowano mieszaną ANOVA Shapiro-Wilka i powtarzanych pomiarów. Test T dla niezależnych próbek wykorzystano do oceny różnicy między dwiema grupami pod względem całkowitej wartości kalorycznej, węglowodanów, spożytych białek i lipidów, Cmax (stężenie maksymalne), ΔCmax (zmiana maksymalnego stężenia) i AUC (pole pod krzywą). wartości. AUC obliczono za pomocą oprogramowania GraphPad Prim (wersja 7.03). Wszystkie testy statystyczne przeprowadzono na 5% poziomie istotności.