Влияние экстракта имбиря на постпрандиальную гликемию у здоровых взрослых и его антиоксидантные свойства

Это клиническое исследование было одобрено Этическим комитетом (процесс № 519 от 23 ноября 2016 г.). Все участники подписали письменное информированное согласие после разъяснения целей и процедур экспериментального риска, и была гарантирована его защищенная конфиденциальность. Экспериментальная процедура с участием человека проводилась в соответствии с Хельсинкской декларацией.

Это слепое (для участников) рандомизированное контролируемое клиническое исследование было проведено в высшей школе Egas Moniz с участием 30 взрослых, не страдающих диабетом. Участники в возрасте от 18 до 40 лет были отобраны и случайным образом распределены в группу вмешательства (ИГ) (n=15) и контрольную группу (КГ) (n=15), в которых участников поочередно включали в группы. IG провела пероральный тест на толерантность к глюкозе (OGTT) с последующим введением водного экстракта имбиря, а CG провела только введение OGTT.

Для приготовления экстракта имбиря порошок имбиря (Zingibre officinalle Roscoe) был получен от португальской компании индийского происхождения и хранился в высушенном помещении до тех пор, пока он не понадобится. Продукт имеет номер партии LI1GIGRNT150012. Порошок имбиря взвешивали индивидуально (по 0,2 г на каждую дозу) и добавляли в 100 мл кипяченой воды с получением экстракта имбиря, настаивая 10 минут. Раствор экстракта имбиря охлаждали до комнатной температуры и раздавали каждому участнику. Этот метод был адаптирован Wilkinson, JM (2000). Для химического анализа использовали полученный ранее водный экстракт имбиря.

Что касается оценки уровня глюкозы в крови, образцы крови были взяты у каждого участника с помощью капиллярной капли крови до вмешательства (натощак) и через 30, 60, 90 и 120 минут. Анализ уровня глюкозы в крови проводили с помощью полосок для глюкометра (Onetouch Select Plus Flex), стерилизованного ланцета и оборудования для глюкометра.

С помощью анкеты были собраны общие характеристики участников, а именно данные антропометрии, фармакологического лечения и состояния здоровья. Кроме того, для выборки участников использовался 24-часовой отзыв о питании за день до вмешательства. Питательный анализ съеденного рациона был выполнен с помощью Food Processor SQL (версия 10.5.0).

Определение общих фенольных соединений водного экстракта имбиря проводили по методу Фолина-Чокальтеу. Общие фенольные результаты выражали в мг эквивалента галловой кислоты (GAE)/л экстракта имбиря. К 2,5 мл реактива Фолина-Чокальтеу добавляли 125 мкл экстракта имбиря и 2 мл карбоната натрия. Через 15 мин измеряли оптическую плотность при 765 нм. Определение флавоноидных соединений водного экстракта имбиря проводили по методу Прабха. Результаты по флавоноидам выражали в мг кверцетинового эквивалента (GAE)/л экстракта имбиря. К 0,1 мл безводного раствора хлорида алюминия (10%), 0,1 мл ацетата калия (1М) и 2,8 мл дистиллированной воды добавляли 2 мл экстракта имбиря. Через 30 мин измеряли оптическую плотность при 415 нм.

Антиоксидантную активность измеряли с помощью различных анализов:

Активность по удалению супероксидных анион-радикалов определяли на основе метода Morais et al. Анион супероксида был получен в результате реакции феназинметосульфата (PMS), гидрида никотинамидадениндинуклеотида (NADH) и кислорода, что привело к снижению NBT в формазане. Объем 0,5 мл образца добавляли к 0,5 мл раствора, содержащего НАДН (189 мкМ) и НСТ (120 мкМ) с Трис-HCl (40 мМ, рН = 8). Реакция начиналась после добавления 0,5 мл ФМС (60 мкМ). Контрольный образец измеряли, используя только дистиллированную воду. После 5 мин инкубации измеряли контрольную оптическую плотность при 560 нм при комнатной температуре.

Ингибирующую активность оксида азота определяли по методу Khayami et al. Объем 1 мл нитропруссида натрия 10 нм добавляли к 250 мкл де-фосфатного буферного раствора (PBS) и 250 мкл тестируемого раствора и встряхивали. Предыдущий раствор инкубировали в течение 150 мин при 25°С, после чего добавляли 3 мл сульфаниловой кислоты и 0,33% ледяной уксусной кислоты. Через 5 минут при комнатной температуре добавляли 3 мл н-(1-нафтил)этилендиаминдигидрохлорида (NED, 0,1% масс./об.) и инкубировали в течение 30 минут при 25ºC. Поглощение измеряли при 533 нм. Предыдущая процедура применялась для контроля, полученного с использованием воды.

Свободный радикал 2,2'-азино-бис(3-этилбензотиазолин-6-сульфокислота) (ABTS) был получен путем окисления ABTS 140 мМ персульфата калия в течение 12 часов в темноте по методу Zulueta et al. Готовили раствор из 10 мл ABTS 7 нм и 176 мкл персульфата и хранили при комнатной температуре в течение 12 часов в темноте. Предыдущий раствор разбавляли этанолом до оптической плотности 0,7 при 734 нм. К 150 мкл образца и 150 мкл воды добавляли 2850 мкл радикала ABTS. Через 30 минут в темноте оптическую плотность определяли при 734 нм. Концентрацию тролокса использовали в качестве стандарта (мМ тролокса/л). Этот тест проводили для нескольких концентраций экстракта, чтобы рассчитать IC50.

Статистический анализ данных проводили с использованием программного обеспечения SPSS Statistics (Statistical Package for Social Sciences) (версия 22). Использовали среднее значение и стандартную ошибку среднего. Использовали дисперсионный анализ Шапиро-Уилка и повторных измерений смешанного типа. Для оценки различий между двумя группами по общей калорийности, потребленным углеводам, белкам и липидам, Cmax (максимальная концентрация), ΔCmax (изменение максимальной концентрации) и AUC (площадь под кривой) использовали Т-критерий независимых выборок. ценности. AUC рассчитывали с помощью программного обеспечения GraphPad Prim (версия 7.03). Все статистические тесты проводились при 5% уровне значимости.