Células T específicas de LMP para pacientes con linfoma positivo para EBV recidivante (ALCI)

ALASCER (Parte 1 de 2)

Generaremos células T citotóxicas específicas de LMP2A autólogas (o singénicas) o alogénicas y las transferiremos adoptivamente a pacientes con linfoma o linfoepitelioma de Hodgkin o no Hodgkin EBV-positivo en recaída.

Para iniciar la línea CTL específica de LMP, se transducirán PBMC con un vector de adenovirus (Ad5f35-pp65) que expresa el antígeno LMP2, en una proporción de partícula viral (vp) a célula de 30 000:1. Para muestras de sangre de donantes normales, la fracción de monocitos de PBMC se puede transducir y expresará y presentará epítopos peptídicos de LMP2 a la fracción de células T específicas de LMP2 de las PBMC. Este paso requerirá de 20 a 40 x 106 PBMC de aproximadamente 40 ml de sangre.

Cuando se requiere un estímulo más fuerte para reactivar los precursores de células T específicas de LMP2 (es decir, de PBMC de pacientes), entonces haremos APC de células dendríticas mediante el cultivo de monocitos derivados de PBMC con citoquinas (GM-CSF, IL-4) seguido de transducción con Ad5f35-LMP2 (relación vp:células de 30000:1) y maduración con TNF-a y PGE1. Estas células dendríticas maduras transducidas se utilizarán para estimular las células T derivadas de PBMC. En este caso, las células dendríticas se prepararán a partir de unos 40 ml de sangre y las células T se derivarán de 20 a 40 ml de sangre.

Para expandir las células T específicas de LMP2, utilizaremos líneas de células linfoblastoides B transformadas por EBV (EBV-LCL) transducidas con Ad5f35-LMP2 (proporción vp:LCL de 100 000:1). Esta transducción permite que los EBV-LCL presenten péptidos LMP2 a las células T. Los EBV-LCL se derivan de linfocitos PBMC-B por infección con una cepa de laboratorio de grado clínico del virus de Epstein-Barr (EBV). Se requieren alrededor de 5 x 106 PBMC, o de 5 a 10 ml de sangre para generar el EBV-LCL

Al final del período de cultivo de CTL, la frecuencia de CTL específicos de LMP2 se determinará utilizando reactivos tetrámeros, si están disponibles.

Transducción con el gen de resistencia a la neomicina (opcional, según la preferencia del paciente y la disponibilidad del vector). Los CTL establecidos se transducirán con los vectores retrovirales de la serie LN.

Los pacientes serán evaluados en la clínica y se administrarán de 2 a 4 dosis de CTL cada dos semanas. Los pacientes serán monitoreados por toxicidad clínica por la Escala de Criterios de Toxicidad Común del NCI (Versión 2.0 ubicada en http://ctep.cancer.gov). Además, determinaremos la cinética de supervivencia de CTL al monitorear la presencia del gen marcador en sangre periférica en pacientes que reciben células marcadas. También analizaremos los parámetros inmunológicos, incluidos el fenotipo y las frecuencias de CTL, mediante estudios de tetrámeros en pacientes que tienen tipos HLA cuando tales reactivos estén disponibles. Los análisis funcionales se realizarán mediante ensayos de citotoxicidad o ELISPOT/ELISA. Se compararán los niveles de ADN de EBV en sangre periférica antes y después de la infusión. Un período de tiempo de 8 semanas constituirá el tiempo para el seguimiento de la seguridad clínica. Si los pacientes han tenido una respuesta parcial o tienen una enfermedad estable, serán elegibles para recibir hasta 6 dosis más de CTL, cada una de las cuales consistirá en el mismo número que su segunda inyección.

ALCI (Parte 2 de 2)

Esta es la 2ª parte del estudio ALASCER. ALCI reflejó la modificación en el proceso de fabricación para enriquecer el producto CTL para células que reconocen el antígeno LMP1 y LMP2. El cambio en la fabricación necesario para enriquecer tanto LMP2a como LMP1 es únicamente para sustituir el vector Ad5f35LMP1/2 de ALCI por el vector Ad5f35LMP2 utilizado anteriormente para transducir las células presentadoras de antígenos utilizadas ex vivo para estimular las células T durante el proceso de fabricación en nuestros laboratorios GMP. .

Inicialmente usamos el vector AD5f35LMP2 y ahora usamos el vector Ad5f35LMP1/2 para generar CTL específico de LMP. Nuestros datos preliminares indican que estos dos vectores son idénticos y producen un enriquecimiento similar de CTL específico de LMP2. Al usar el vector Ad5f35LMP1/2 en lugar del vector Ad5f35 que codifica LMP2 solo, deberíamos enriquecer mejor los clones de células T que reconocen los antígenos LMP expresados ​​por las células malignas en la enfermedad de Hodgkin y el linfoma no Hodgkin. Nuestras estrategias de análisis incluyen planes para realizar comparaciones entre estos tipos de vectores.

Al igual que el producto ALASCER, el producto ALCI continuó siendo una línea CTL específica para antígenos EBV pero enriquecida para células T que reconocen tanto LMP1 como LMP2. El producto ALASCER ya contiene algunas células T específicas de LMP1 junto con células T específicas para otros antígenos de EBV y el único cambio fue el enriquecimiento de estas células. Por lo tanto, el vector adenoviral ALCI Ad5f35 LMP1/2 es un reactivo auxiliar en el proceso de fabricación que se usa solo para transducir células presentadoras de antígenos que se usan como células estimuladoras y no se infunde en el producto final. Este vector completó las pruebas y fue aprobado para su uso bajo ALASCER IND (#6387).

Además, se modificó el diseño del protocolo ALASCER para permitir la adición de un brazo separado al estudio según el vector utilizado para el proceso de fabricación y los datos se analizan por separado.

Tanto en ALASCER como en ALCI, las células se descongelarán e inyectarán al paciente durante 10 minutos. Inicialmente, se administrarán dos dosis de células T con dos semanas de diferencia. Si después de la segunda infusión hay una reducción en el tamaño del linfoma en la tomografía computarizada o la resonancia magnética evaluada por un radiólogo, el paciente puede recibir hasta seis dosis adicionales de células T si así lo desea. Este es un estudio de aumento de dosis, lo que significa que, para algunos pacientes, la segunda dosis puede ser mayor que la primera. Todos los tratamientos serán administrados por el Centro de Terapia Celular y Génica del Texas Children's Hospital o el Methodist Hospital.

El paciente será seguido después de las inyecciones. Serán atendidos en la clínica o serán contactados por una enfermera de investigación anualmente durante 5 años. Para obtener más información sobre la forma en que las células T funcionan en el cuerpo del paciente, se extraerán entre 20 y 40 ml (4 a 8 cucharaditas) de sangre adicionales antes de cada infusión, y luego 4 horas después de cada infusión (opcional) y 3- 4 días después de cada infusión (opcional) y luego semanalmente durante 2 semanas después de cada infusión (un total de 9 veces). Dos semanas después de la última infusión, se volverá a extraer sangre y luego cada 3 meses durante 1 año, luego una vez al año durante 5 años. Los investigadores usarán esta sangre para ver cuánto tiempo duran las células T y observar la respuesta inmunitaria al cáncer del paciente.

ALCI (cohorte de expansión)

Una vez que se completa la fase de seguridad de escalada de dosis del estudio (es decir, una vez que al menos 3 pacientes hayan sido tratados con el nivel de dosis 3 y no se haya producido DLT relacionado con el tratamiento), planeamos tratar pacientes adicionales con el nivel de dosis 1 para evaluar la respuesta inmunológica en pacientes que reciben CTL que se han generado usando DC maduradas con las citocinas de maduración adicionales (IL-1b e IL-6) en presencia de IL-15. Trataremos a 30, 16 y 16 pacientes adicionales en los Grupos A, B y C, respectivamente.