Может ли витамин D уменьшить повреждение сердечной мышцы после операции шунтирования?

Регистрация началась в июне 2018 года и завершилась в декабре 2018 года. Критерии включения были следующими: пациенты, направленные на плановое и изолированное аортокоронарное шунтирование (АКШ) с использованием искусственного кровообращения (ИК) с дефицитом витамина D (определяется как 25-гидроксивитамин D [25(OH) D] < 20 нг/мл ) и нормальной функцией почек (креатинин <1,5 мг/дл). Критериями исключения были: недавно перенесенный инфаркт миокарда, ургентное АКШ, неизолированная коронарная операция, повторная операция, злокачественное заболевание, наличие острых или хронических воспалительных заболеваний, лечение витамином D в анамнезе в течение предшествующих 6 месяцев или нежелание участвовать.

Вмешательство После информированного согласия подходящие участники исследования были рандомизированы (с использованием случайного кода, сгенерированного компьютером) в соотношении 1:1 для получения либо плацебо, либо в общей сложности 450 000 международных единиц (МЕ) витамина D3 (три 50 000 МЕ витамина D3). таблетка ежедневно в течение 3 дней) перед операцией. Группа плацебо получала три таблетки неактивного лекарства ежедневно в одно и то же время. За исключением фармацевтов, все исследователи, пациенты и медицинская бригада не знали о распределении по группам.

Аортокоронарное шунтирование было выполнено в очагах поражения в обеих группах одной хирургической бригадой. Стандартный протокол общей анестезии, хирургического вмешательства и искусственного кровообращения был выполнен для всех пациентов и уже подробно описан [16].

Показатели исхода Первичным исходом была степень апоптоза сердца путем измерения активности каспаз 2, 3 и 7 в образце правого предсердия с иммуногистохимическим окрашиванием, а также уровень противовоспалительного интерлейкина-10 (ИЛ-10) в сыворотке крови и инсулиноподобный рост. фактора (IGF-1) и N-концевого мозгового натрийуретического пептида v-типа (nt-pro BNP). Биопсия из ушка правого предсердия была взята в конце операции после удаления венозной канюли нетравматическим способом, выдержана в формалине и менее чем через 24 ч парафинирована. Образцы крови собирали исходно (Т1), до индукции анестезии (Т2), в конце операции после отмены протамина (Т3) и в первый послеоперационный день (Т4) для измерения сывороточного уровня ИФР-1, ИЛ-10. и про БНП. Образцы крови центрифугировали при 2500 об/мин в течение 15 мин в течение одного часа после забора крови, а сыворотку хранили при -20°С до анализа.

Иммуноферментный анализ. Концентрацию IL-10 измеряли с помощью набора для количественного ELISA. Концентрацию IGF-1 измеряли с помощью набора для количественного ELISA.

Содержание витамина D в сыворотке определяли методом высокоэффективной жидкостной хроматографии. Измерение pro BNP проводилось с использованием имеющегося в продаже двухцентрового хемилюминесцентного иммунометрического анализа.

Иммуногистохимические исследования. Иммуногистохимическое окрашивание проводили на срезах толщиной 5 микрометров. Предметные стекла инкубировали при 37°С в течение 24 часов, депарафинизировали в предварительно нагретом ксилоле и регидратировали в спирте убывающей концентрации, промывали дистиллированной водой. Выделение антигена, индуцированное нагреванием, проводили в микроволновой печи с цитратным буфером (рН 6,0) для антикаспазы-7 и этилендиаминтетрауксусной кислоты; буферный раствор (Tris-EDTA) (рН=8) для антикаспаз-2 и 3. Блокирование эндопероксидазы осуществляли путем добавления перекиси водорода на срезы. Затем добавляли белковый блок на 5 минут, предметные стекла промывали в трис-буферном солевом растворе (TBS). .Первичное антитело, такое как антитело против каспазы-2, кроличье моноклональное антитело, антитело против каспазы-3, кроличье моноклональное антитело, антитело против каспазы-7 и мышиное моноклональное антитело (клон 7-1-11, abcam) добавляли и сохраняли. в течение 30 минут, промывают в ТБС. Использовали набор микрополимеров для обнаружения мышей и кроликов, специфичный для пероксидазы хрена/диаминобензидина (HRP/DAB) (IHC), и инкубировали в течение 15 минут, затем промывали трис-буферным солевым раствором (TBS). Добавляли диаминобензидиновый (DAB) хромоген и выдерживали в течение 5 минут. Предметные стекла промывали дистиллированной водой и окрашивали гематоксилином. Срезы, содержащие ткань лимфатических узлов, использовали в качестве положительного контроля. Отрицательный контроль включал первичное антитело, замененное фосфатно-солевым буфером (PBS). Иммуноокрашенные срезы анализировали на цитоплазматическую экспрессию антикаспазы-2, антикаспазы-3 и антикаспазы-7. Подсчитывали количество иммунореактивных клеток на поле высокой мощности (HPF) (X 400). Для этой цели оценивали не менее 10 HPF и регистрировали среднее число положительных клеток.

Размер выборки и статистические методы Определение количества пациентов (30 пациентов в группе) было основано на предыдущих исследованиях активности каспаз в условиях АКШ.

Категориальные переменные были представлены в виде чисел и процентов, тогда как среднее ± стандартное отклонение было выражено для непрерывных переменных. Повторные измерения дисперсионного анализа и множественные сравнения с использованием поправки Бонферрони (коррекция ошибок I типа) применялись для оценки изменения измеренных воспалительных маркеров между группами с течением времени. Проведен тест Колмогорова-Смирнова на нормальность. Непрерывные переменные и категориальные переменные сравнивались между группами с использованием t-критерия Стьюдента (или критерия Манна-Уитни для тех, кто имел аномальное распределение) и хи-квадрата соответственно. Все статистические анализы проводились с использованием SPSS версии 23 (SPSS, Чикаго, Иллинойс, США). Значения p <0,05 считались значимыми.