Чрескожный забор раневого отделяемого с анализом в гемокультуре (метод PERKA-B)

Раневые инфекции представляют собой серьёзную глобальную проблему общественного здравоохранения с клинической, эпидемиологической и экономической точек зрения. Хотя частота инфекций в области хирургического вмешательства варьируется в зависимости от региона, глобальный показатель оценивается приблизительно в 2-3% (1). Хронические раны, такие как диабетические язвы стопы, венозные язвы и пролежни, представляют собой аналогично значительное бремя, причём их распространённость во всём мире неуклонно растёт. Согласно последним оценкам, глобальные расходы, связанные с ранами и раневыми инфекциями, достигли 148 миллиардов долларов США (2). Значительная часть этих затрат обусловлена длительными госпитализациями и антибактериальной терапией.

Рациональное использование антибиотиков при раневых инфекциях в первую очередь опирается на идентификацию возбудителя и определение его профиля чувствительности к противомикробным препаратам с помощью микробиологического исследования соответствующих клинических образцов. Поскольку образцы, собранные с поверхности, несут высокий риск контаминации, биопсия глубоких тканей или аспирационные образцы, как правило, считаются более надёжными, чем мазки (3, 4). В рутинной клинической микробиологической практике стандартное исследование раневых образцов включает посев на 5% кровяной агар с бараней кровью в комбинации с агаром МакКонки или эозин-метиленовым синим (ЭМС). Эти среды инкубируют при 35°C в течение 24 часов, а затем оценивают. Если роста не наблюдается, инкубацию продлевают ещё на 24 часа, и культуры без роста через 48 часов регистрируют как отрицательные. При обнаружении роста проводят дальнейшую идентификацию изолятов.

Несмотря на тщательный сбор образцов, значительная часть раневых проб продолжает давать отрицательные результаты культивирования. Предыдущие исследования зафиксировали частоту отрицательных культур примерно 12% при диабетических инфекциях стопы (5), 19% при хронических раневых инфекциях и 10-15% при инфекциях в области хирургического вмешательства (6, 7). В таких обстоятельствах клиницисты часто вынуждены начинать эмпирическую противомикробную терапию, когда микробиологические анализы не выявляют возбудителя, несмотря на явные клинические признаки инфекции. Такой подход может привести к необоснованному назначению антибиотиков или использованию препаратов широкого спектра действия, тем самым повышая риск неблагоприятных исходов для пациентов и способствуя росту расходов на здравоохранение. Следовательно, усовершенствование микробиологических диагностических методов крайне необходимо для обеспечения точной идентификации патогена и облегчения рационального выбора противомикробной терапии.

Среды, используемые в автоматизированных системах для культивирования крови, обогащены по сравнению с обычными твёрдыми средами, такими как 5% кровяной агар с бараней кровью, агар МакКонки и агар ЭМС, и специально разработаны для повышения высеваемости микроорганизмов. Кроме того, более длительные периоды инкубации, применяемые в этих системах, могут дополнительно улучшить выявление патогенов. Хотя системы для культивирования крови обычно используются для обнаружения микроорганизмов в образцах крови, взятых из периферических вен пациентов с подозрением на инфекции кровотока, в настоящее время отсутствует стандартизированный протокол для инокуляции негематологических клинических образцов во флаконы для культивирования крови.