Prospektive Multicenter-Evaluierung des MycoGenie-Kits zur Diagnose von invasiver Aspergillose (MYCOGENIE)

Die genaue Diagnose einer invasiven pulmonalen Aspergillose (IPA) bei Patienten mit hohem Risiko einer invasiven Pilzinfektion bleibt schwierig, da es schwierig ist, IPA aus klinischen und radiologischen Gründen von Lungeninfektionen zu unterscheiden, die durch andere Schimmelpilze oder Bakterien verursacht werden. Daher ist die kulturbasierte mikrobiologische Diagnose von vorrangiger Bedeutung, erfordert jedoch semi-invasive oder invasive Verfahren, wie z. B. bronchoalveoläre Lavage (BAL) oder Computertomographie (CT)-geführte Nadelbiopsie.

Alternative diagnostische Methoden umfassen den Nachweis von Biomarkern wie Pilzantigenen (Aspergillus galactomannan [GM]) oder DNA, die von Aspergillus-Hyphen in Wirtsgeweben freigesetzt wird. Diese Biomarker sind als frühe IPA-Prädiktoren anerkannt. Vor kurzem haben mehrere klinische Untersuchungen zum Nachweis von Aspergillus-DNA, entweder in Atemwegs- oder Blutproben, den diagnostischen Wert dieses Biomarkers klar gezeigt. Darüber hinaus wurden methodische Empfehlungen für PCR-Protokolle erstellt und verschiedene standardisierte quantitative Aspergillus-PCR (qPCR)-Kits wurden kommerzialisiert. Diese jüngsten Fortschritte zeigen, dass die PCR nun für den routinemäßigen Einsatz in klinischen Umgebungen ausgereift ist.

Ein weiteres Problem ist die Entstehung von Aspergillose durch Azol-resistente Isolate. Erworbene Azol-Resistenz bei A. fumigatus wird seit 1997 gemeldet und ist in vielen Ländern, insbesondere in Europa, sowie auf anderen Kontinenten aufgetreten. In einigen Fällen kann die erworbene Resistenz bei Patienten, die eine Langzeittherapie erhalten, durch die Auswahl der Antimykotika verursacht werden. Dennoch scheint es, dass viele Azol-resistente Stämme aufgrund der Selektion durch Azol-Fungizide, die in der Landwirtschaft verwendet werden, aus der Umwelt stammen. Die Azol-Resistenz bei A. fumigatus ist hauptsächlich mit Mutationen im cyp51A-Gen verbunden, und unter mehreren beschriebenen Mutationen ist die häufigste die Mutation, die eine 34-bp-Tandem-Wiederholung (TR34) und die L98H-Veränderung umfasst. Da Azole die empfohlene Erstlinienbehandlung für IPA sind, ist das Auftreten einer Azolresistenz besorgniserregend und es wurde gezeigt, dass sie mit einer erhöhten Rate an klinischem Versagen verbunden ist. Aus diesen Gründen wurden kürzlich routinemäßige Antimykotika-Empfindlichkeitstests klinischer Isolate empfohlen. Dennoch werden Isolate nicht immer in Kultur gewonnen, insbesondere bei Patienten mit hämatologischen Malignomen. Daher kann der molekulare Nachweis von Resistenzen ein großer Fortschritt für die Behandlung von Patienten mit invasiver Aspergillose sein.

Das Ziel dieser Studie wird es sein, das neue MycoGENIE A. fumigatus Real-Time PCR Kit zu validieren und seine Leistung an klinischen Proben zum Nachweis von A. fumigatus und seiner Azolresistenz zu bewerten. Dieser Multiplex-Assay weist DNA aus dem A. fumigatus-Artenkomplex nach, indem er auf das Multicopy-28S-rRNA-Gen und spezifische TR34- und L98H-Mutationen im Single-Copy-Number-cyp51A-Gen von A. fumigatus abzielt.

Die Studie wird bei hämatologischen Patienten mit einem hohen Risiko für die Entwicklung einer IA im Verlauf einer Chemotherapie durchgeführt. Bei diesen Patienten wird in allen Zentren in Frankreich routinemäßig alle zwei Wochen ein GM-Nachweis durchgeführt. Die PCR wird an den Proben durchgeführt, die für den GV-Nachweis verwendet werden. Die DNA wird gemäß dem Protokoll des Herstellers unter Verwendung des MycoGENIE-Kits für die AutoMag-Lösung extrahiert. Echtzeit-PCR zum Nachweis von A. fumigatus-DNA wird unter Verwendung des MycoGENIE A. fumigatus-Echtzeit-PCR-Kits (Ademtech, Pessac, Frankreich) durchgeführt.

AI wird gemäß den EORTC-Kriterien als nachgewiesene oder wahrscheinliche Aspergillose definiert.

Für jeden Patienten werden in jedem Zentrum klinische Daten erhoben. Zu diesen Daten gehören: EORTC-Klassifikation, Art und Dauer der antimykotischen Behandlung, Ergebnisse von GM-Tests, Ergebnisse mykologischer Kulturen und Ergebnisse von PCR-Tests (Positivität und Ct-Werte). Für jeden Patienten wird ein Fallberichtsformular (CRF) ausgefüllt und zur Analyse an das Untersuchungszentrum weitergeleitet. Sensitivität, Spezifität, PPV und NPV des PCR-Tests werden berechnet.