Influencia de los Lentes de Contacto Cosméticos Coloreados en la Superficie Ocular

3. Métodos Se requiere que todos los sujetos completen la información básica y respondan un cuestionario de encuesta antes y después del uso de lentes de contacto. Los sujetos serán examinados y evaluados antes de colocarles lentes de contacto de color con biomicroscopía de lámpara de hendidura y tinción con fluoresceína (Heig Strait, Alemania), medición de la presión intraocular mediante neumotonometría (Topcon® CT-80), refractómetro (Topcon® KR-8900) , agudeza visual de Snellen sin corregir y mejor corregida (UCVA y BCVA), prueba de Schirmir 1, tiempo de ruptura de la película lagrimal (TBUT), topografía corneal (Bausch & Lomb® Orb IIz) y medición de la densidad de células endoteliales mediante microscopía especular (Konan Noncon Robo-Sp-9000, EE. UU.). También se realizan exámenes a la semana, 1, 3 y 6 meses de uso de los lentes. Durante cada visita se completa un cuadro especial para todos los sujetos. Durante cada examen, se observará a los sujetos en busca de signos de inyección conjuntival, hipertrofia papilar conjuntival, formación de pannus y epiteliopatía corneal. Estos signos se clasifican como se muestra en la siguiente tabla.

Signos 0=Normal 1=Leve 2=Moderado 3=Severo Inyección conjuntival Ninguno Mínimo Obvio Difuso Tamaño de las papilas Ninguno <0,25 mm 0,25-0,5 mm >0,5 mm Pannus superficial Sin pannus 1 cuadrante 2 cuadrantes >=3 cuadrantes Epiteliopatía punteada Ninguna <1/3 de la córnea 1/3-1/2 de la córnea Confluente o con defecto epitelial

La prueba de Schirmir 1 (prueba de secreción basal) se realiza durante 5 minutos y se considera anormal si la tira de filtro se humedece <5 mm de longitud. TBUT de menos de 10 segundos se considera anormal.

La citología de impresión se realizará antes del uso de lentes y a los 3 y 6 meses después del uso de lentes en la Universidad Nacional de Taiwán. El papel de filtro de nitrocelulosa con un tamaño de poro de 0,22 μm (Millipore GSWP 04700, Billerica, MA, EE. UU.) se corta en tiras (aproximadamente 4x8 mm). Después de la aplicación de una gota de anestésico tópico (proparacaína al 0,5 %), el exceso de lágrimas se absorbe suavemente con hisopos de algodón estériles. Se colocan tiras de nitrocelulosa en la superficie de la conjuntiva limbal. Después de aplicar una ligera presión, las tiras de papel se despegan y se fijan inmediatamente en alcohol al 95%. A continuación, las tiras se tiñen con ácido peryódico de Schiff (PAS; Sigma 395132, Hattiesburg, MS, EE. UU.) y se examinan al microscopio óptico con un aumento de 40X y se clasifican por observadores con máscara siguiendo los criterios de Saini et al21 de la siguiente manera. Grado 1: Células epiteliales pequeñas y redondas con una proporción de núcleo a citoplasma de 1:2. Gran número de células profundamente positivas presentes. Normalmente se obtiene una buena hoja confluente de células. Grado 2: una buena lámina celular que consta de células epiteliales poligonales más grandes con una proporción nucleocitoplasmática reducida de 1:3. Células caliciformes reducidas en número, pero aún profundamente positivas para PAS. Grado 3: Células poligonales más grandes con una mayor disminución de la relación núcleo-citoplasma. Número reducido de células caliciformes, con tinción reducida. Grado 4: Células basófilas poligonales más grandes con núcleos picnóticos. Queratina intracelular a menudo demostrable. Células caliciformes ausentes. Solo se pudieron obtener unos pocos grupos sueltos. La densidad de células caliciformes también se clasifica contando el número promedio de células por cada 100 células epiteliales en al menos cuatro campos de alta potencia (HPF). Grado 1: >30 células caliciformes/ 4 HPF. Grado 2: 15-30 células caliciformes/ 4 HPF. Grado 3: 5-15 células caliciformes/ 4 HPF. Grado 4: <5 células caliciformes/4 HPF.

Se realizarán imágenes de microscopía confocal in vivo de la córnea antes del uso de lentes y 3 y 6 meses después del uso de lentes por un examinador enmascarado en todos los sujetos en la Universidad Nacional de Taiwán. Inmediatamente antes de cada examen se instiló una gota de solución de proparacaína al 0,5% y lágrimas artificiales. Después de pedir a los pacientes que miraran al frente, un microscopio confocal in vivo (Confoscan 3.4.1; Nidek Technologies, Padua, Italia) equipado con una lente frontal de inmersión en agua estándar de 40x capturó automáticamente imágenes del grosor total de la córnea central. Cada examen tomó aproximadamente de 1 a 3 minutos y registró 350 imágenes a una distancia de 1,5 y 4 μm en el eje z entre imágenes sucesivas. Durante cada visita, las mediciones se repitieron con un intervalo z de 4 um 3 veces seguido de un intervalo z de 1,5 um 3 veces. El análisis de la morfología de las células epiteliales, el grosor epitelial y la reacción del estroma sigue lo publicado por Chen et al22-24. También se registrará y analizará la morfología y densidad del nervio corneal.

Los lentes de contacto usados ​​se colocarán en los estuches de almacenamiento provistos y se devolverán para verificar que los lentes estén completos y que no estén rotos ni astillados. Luego, las lentes se utilizan para un análisis adicional del material mediante electromicroscopía de barrido (SEM) y determinación de la adhesión bacteriana con financiación personal. Para SEM, las lentes usadas se fijaron con fijador de Karnovskys de concentración media (2% de paraformaldehído y 2,5% de glutaraldehído) después de un lavado suave. Se eliminó el fijador y se agregó agua destilada para enjuagar. Se realizó una congelación rápida con inmersión en nitrógeno líquido antes de colocarlos al vacío durante la noche. El lado cóncavo de las muestras se montó en casquillos de aluminio y se recubrió con oro para su examen bajo SEM (JEOL Ltd, JSM 5300, Japón) a 15 kV con varios aumentos. Para la determinación de la adhesión bacteriana, las lentes usadas se recogen en placas estériles y se sumergen suavemente tres veces en PBS antes de colocarlas en tubos eppendorf que contienen 1 ml de PBS. Luego, las lentes se maceran y se realizan diluciones en serie hasta 105 antes de sembrarlas en agar Muller-Hinton. Las placas de agar se incuban durante la noche y las unidades formadoras de colonias se cuentan al día siguiente. El número de colonias multiplicado por el factor de dilución dividido por el volumen de la placa dará CFU/ml/por lente de contacto.

Todos los datos se ingresarán en una hoja de cálculo de Excel (Microsoft, Inc) y se analizarán con el software SPSS para Windows (11.0, SPSS, Inc.). Se utilizarán pruebas t pareadas para comparar todos los parámetros antes y después del uso de los lentes de contacto teñidos de color.