Fenotipos de células inmunes durante COVID-19 (IMMUNO-COVID)
24 de marzo de 2021 actualizado por: Institut Hospitalo-Universitaire Méditerranée Infection
Alteraciones de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante el curso de la neumonía por SARS CoV-2
La pandemia en curso causada por el Síndrome Respiratorio Agudo Severo Coronavirus 2 (SARS CoV-2) ha infectado a más de ciento veinte millones de personas en todo el mundo un año después de su aparición con una tasa de letalidad de casi el 2%. La enfermedad debida al coronavirus 2019 (es decir, COVID-19) se asocia con una amplia gama de síntomas clínicos. Como el sitio principal de invasión viral son las vías respiratorias superiores, la infección pulmonar es la complicación más común. La mayoría de los pacientes infectados son asintomáticos o experimentan una forma leve o moderada de la enfermedad (80 %). Una proporción menor (15%) desarrolla neumonía grave con grado variable de hipoxia que puede requerir hospitalización para oxigenoterapia. En los casos más graves (5%), los pacientes evolucionan hacia una enfermedad crítica con insuficiencia orgánica como el síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA). En esta etapa se requiere ventilación mecánica invasiva en casi el 70 % y la mortalidad hospitalaria se eleva al 37 %.
Las células inmunitarias son actores clave durante la infección por SARS CoV-2 y se han informado varias alteraciones que incluyen el agotamiento de los linfocitos (T, B y NK) y monocitos, y el agotamiento de las células. Tales alteraciones fueron mucho más pronunciadas en pacientes con la forma más grave de la enfermedad. Además, también se ha señalado una respuesta proinflamatoria desregulada como un mecanismo potencial de daño pulmonar. Finalmente, COVID-19 está asociado con una incidencia inesperadamente alta de trombosis que probablemente se deba a la invasión viral de las células endoteliales.
Los investigadores tienen como objetivo explorar prospectivamente las alteraciones de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la fase aguda y de recuperación de la neumonía por SARS CoV-2. La citometría de flujo y espectral se utilizará para realizar perfiles de subconjuntos profundos centrados en T, B, NK, NKT, gamma-gelta T, monocitos y células dendríticas. Cada tipo de célula específico se caracterizará aún más utilizando marcadores de activación/inhibición, maduración/diferenciación y senescencia, así como receptores de quimioquinas.
La especificidad de la memoria de las células T se explorará utilizando un pentámero específico del SARS CoV-2. La activación plaquetaria y las micropartículas circulantes se explorarán mediante citometría de flujo. Los anticuerpos séricos contra el SARS CoV-2 (IgA, IgM, IgG), las citoquinas séricas y los biomarcadores séricos de células epiteliales y endoteliales alveolares se analizarán mediante ELISA y se correlacionarán con la gravedad de la enfermedad.
Descripción general del estudio
Estado
Desconocido
Condiciones
Intervención / Tratamiento
Tipo de estudio
De observación
Inscripción (Anticipado)
100
Contactos y Ubicaciones
Esta sección proporciona los datos de contacto de quienes realizan el estudio e información sobre dónde se lleva a cabo este estudio.
Ubicaciones de estudio
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Marseille, Francia, 13003
- Reclutamiento
- Hôpital Européen Marseille
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Contacto:
- Jérôme ALLARDET-SERVENT, MD
- Número de teléfono: 33 0413427450
- Correo electrónico: j.allardetservent@hopital-europeen.fr
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Contacto:
- Philippe HALFON, MD, PhD
- Número de teléfono: 33 0413428120
- Correo electrónico: philippe.halfon@alphabio.fr
-
Marseille, Francia, 13015
- Reclutamiento
- Hôpital Nord
-
Contacto:
- Marc LEONE, MD, PhD
- Correo electrónico: m.leone@aph-hm.fr
-
Sub-Investigador:
- Amélie MENARD, MD
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Criterios de participación
Los investigadores buscan personas que se ajusten a una determinada descripción, denominada criterio de elegibilidad. Algunos ejemplos de estos criterios son el estado de salud general de una persona o tratamientos previos.
Criterio de elegibilidad
Edades elegibles para estudiar
18 años y mayores (Adulto, Adulto Mayor)
Acepta Voluntarios Saludables
Sí
Géneros elegibles para el estudio
Todos
Método de muestreo
Muestra no probabilística
Población de estudio
Los pacientes que presenten un primer episodio de neumonía por SARS CoV-2 y que requieran hospitalización en una sala o en una Unidad de Cuidados Intensivos constituirán el grupo COVID-19.
Los donantes de sangre sanos del Etablissement Français du Sang (EFS) constituirán el grupo de control
Descripción
Criterios de inclusión:
- Edad > 18 años
- Infección por SARS CoV-2 confirmada por laboratorio (RT-PCR positiva).
- Opacidad en vidrio esmerilado en tomografía computarizada de tórax
- Tiempo desde el ingreso hospitalario hasta la inclusión < o igual a 72 h
Criterio de exclusión:
- Embarazada
- Bajo restricción legal
Plan de estudios
Esta sección proporciona detalles del plan de estudio, incluido cómo está diseñado el estudio y qué mide el estudio.
¿Cómo está diseñado el estudio?
Detalles de diseño
¿Qué mide el estudio?
Medidas de resultado primarias
Medida de resultado |
Medida Descripción |
Periodo de tiempo |
|---|---|---|
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 0
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 7
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 14
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 28
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 90
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 90
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Perfilado de células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 180
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Determinación de la población celular mediante citometría espectral de PBMC.
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Día 180
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 0
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 7
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
|
Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 14
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 28
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 90
|
Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 90
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Estado funcional de las células inmunitarias innatas y adaptativas durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 180
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Determinación del estado funcional de las células inmunitarias mediante citometría espectral
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Día 180
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 0
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 7
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 14
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 28
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 90
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 90
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Anticuerpos séricos IgA, IgM e IgG durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 180
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Medición de anticuerpos séricos SARS CoV-2 IgA, IgM e IgG mediante Elisa.
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Día 180
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Activación plaquetaria y evaluación de micropartículas circulantes durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Determinación de la activación plaquetaria y niveles de micropartículas circulantes mediante citometría de flujo.
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Día 0
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|
Activación plaquetaria y evaluación de micropartículas circulantes durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Determinación de la activación plaquetaria y niveles de micropartículas circulantes mediante citometría de flujo.
|
Día 7
|
|
Activación plaquetaria y evaluación de micropartículas circulantes durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Determinación de la activación plaquetaria y niveles de micropartículas circulantes mediante citometría de flujo.
|
Día 14
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|
Activación plaquetaria y evaluación de micropartículas circulantes durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
|
Determinación de la activación plaquetaria y niveles de micropartículas circulantes mediante citometría de flujo.
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Día 28
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Medidas de resultado secundarias
Medida de resultado |
Medida Descripción |
Periodo de tiempo |
|---|---|---|
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 0
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 7
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 14
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 28
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 90
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 90
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Concentración sérica de citocinas proinflamatorias y antiinflamatorias en respuesta a la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 180
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Medición de IL1β, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-18, TNFα, IFNγ, CRTP-6 mediante Elisa.
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Día 180
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Biomarcadores séricos de células endoteliales y epiteliales alveolares durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Medición de KL-6, CC-16, S-RAGE, ANG-2 mediante ELISA.
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Día 0
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Biomarcadores séricos de células endoteliales y epiteliales alveolares durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Medición de KL-6, CC-16, S-RAGE, ANG-2 mediante ELISA.
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Día 7
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Biomarcadores séricos de células endoteliales y epiteliales alveolares durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Medición de KL-6, CC-16, S-RAGE, ANG-2 mediante ELISA.
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Día 14
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Biomarcadores séricos de células endoteliales y epiteliales alveolares durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Medición de KL-6, CC-16, S-RAGE, ANG-2 mediante ELISA.
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Día 28
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 0
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 0
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 1
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 1
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Dia 2
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Dia 2
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 3
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 3
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Dia 5
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Dia 5
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 7
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 7
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 9
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 9
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 11
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 11
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 14
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 14
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 17
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 17
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 21
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 21
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Cinética de la expresión de biomarcadores de superficie en neutrófilos (C64) y monocitos (CD169, HLA-DR) durante la infección por SARS CoV-2.
Periodo de tiempo: Día 28
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Medición de nCD64, mCD169 y mHLA-DR mediante el método de citometría de flujo rápido de un paso VersaPOC.
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Día 28
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Colaboradores e Investigadores
Aquí es donde encontrará personas y organizaciones involucradas en este estudio.
Colaboradores
Investigadores
- Investigador principal: Jean-Louis MEGE, MD, PhD, Institut Hospitalo-Universitaire Méditérranée Infection
Publicaciones y enlaces útiles
La persona responsable de ingresar información sobre el estudio proporciona voluntariamente estas publicaciones. Estos pueden ser sobre cualquier cosa relacionada con el estudio.
Publicaciones Generales
- Wu Z, McGoogan JM. Characteristics of and Important Lessons From the Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) Outbreak in China: Summary of a Report of 72 314 Cases From the Chinese Center for Disease Control and Prevention. JAMA. 2020 Apr 7;323(13):1239-1242. doi: 10.1001/jama.2020.2648. No abstract available.
- Ackermann M, Verleden SE, Kuehnel M, Haverich A, Welte T, Laenger F, Vanstapel A, Werlein C, Stark H, Tzankov A, Li WW, Li VW, Mentzer SJ, Jonigk D. Pulmonary Vascular Endothelialitis, Thrombosis, and Angiogenesis in Covid-19. N Engl J Med. 2020 Jul 9;383(2):120-128. doi: 10.1056/NEJMoa2015432. Epub 2020 May 21.
- Qin C, Zhou L, Hu Z, Zhang S, Yang S, Tao Y, Xie C, Ma K, Shang K, Wang W, Tian DS. Dysregulation of Immune Response in Patients With Coronavirus 2019 (COVID-19) in Wuhan, China. Clin Infect Dis. 2020 Jul 28;71(15):762-768. doi: 10.1093/cid/ciaa248.
- Zheng M, Gao Y, Wang G, Song G, Liu S, Sun D, Xu Y, Tian Z. Functional exhaustion of antiviral lymphocytes in COVID-19 patients. Cell Mol Immunol. 2020 May;17(5):533-535. doi: 10.1038/s41423-020-0402-2. Epub 2020 Mar 19. No abstract available.
- Giamarellos-Bourboulis EJ, Netea MG, Rovina N, Akinosoglou K, Antoniadou A, Antonakos N, Damoraki G, Gkavogianni T, Adami ME, Katsaounou P, Ntaganou M, Kyriakopoulou M, Dimopoulos G, Koutsodimitropoulos I, Velissaris D, Koufargyris P, Karageorgos A, Katrini K, Lekakis V, Lupse M, Kotsaki A, Renieris G, Theodoulou D, Panou V, Koukaki E, Koulouris N, Gogos C, Koutsoukou A. Complex Immune Dysregulation in COVID-19 Patients with Severe Respiratory Failure. Cell Host Microbe. 2020 Jun 10;27(6):992-1000.e3. doi: 10.1016/j.chom.2020.04.009. Epub 2020 Apr 21.
- Kuri-Cervantes L, Pampena MB, Meng W, Rosenfeld AM, Ittner CAG, Weisman AR, Agyekum RS, Mathew D, Baxter AE, Vella LA, Kuthuru O, Apostolidis SA, Bershaw L, Dougherty J, Greenplate AR, Pattekar A, Kim J, Han N, Gouma S, Weirick ME, Arevalo CP, Bolton MJ, Goodwin EC, Anderson EM, Hensley SE, Jones TK, Mangalmurti NS, Luning Prak ET, Wherry EJ, Meyer NJ, Betts MR. Comprehensive mapping of immune perturbations associated with severe COVID-19. Sci Immunol. 2020 Jul 15;5(49):eabd7114. doi: 10.1126/sciimmunol.abd7114.
- Hue S, Beldi-Ferchiou A, Bendib I, Surenaud M, Fourati S, Frapard T, Rivoal S, Razazi K, Carteaux G, Delfau-Larue MH, Mekontso-Dessap A, Audureau E, de Prost N. Uncontrolled Innate and Impaired Adaptive Immune Responses in Patients with COVID-19 Acute Respiratory Distress Syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 2020 Dec 1;202(11):1509-1519. doi: 10.1164/rccm.202005-1885OC.
Enlaces Útiles
Fechas de registro del estudio
Estas fechas rastrean el progreso del registro del estudio y los envíos de resultados resumidos a ClinicalTrials.gov. Los registros del estudio y los resultados informados son revisados por la Biblioteca Nacional de Medicina (NLM) para asegurarse de que cumplan con los estándares de control de calidad específicos antes de publicarlos en el sitio web público.
Fechas importantes del estudio
Inicio del estudio (Actual)
25 de marzo de 2020
Finalización primaria (Anticipado)
1 de junio de 2021
Finalización del estudio (Anticipado)
1 de diciembre de 2021
Fechas de registro del estudio
Enviado por primera vez
12 de febrero de 2021
Primero enviado que cumplió con los criterios de control de calidad
24 de marzo de 2021
Publicado por primera vez (Actual)
25 de marzo de 2021
Actualizaciones de registros de estudio
Última actualización publicada (Actual)
25 de marzo de 2021
Última actualización enviada que cumplió con los criterios de control de calidad
24 de marzo de 2021
Última verificación
1 de marzo de 2021
Más información
Términos relacionados con este estudio
Términos MeSH relevantes adicionales
Otros números de identificación del estudio
- 2020-A00756-33
Plan de datos de participantes individuales (IPD)
¿Planea compartir datos de participantes individuales (IPD)?
INDECISO
Información sobre medicamentos y dispositivos, documentos del estudio
Estudia un producto farmacéutico regulado por la FDA de EE. UU.
No
Estudia un producto de dispositivo regulado por la FDA de EE. UU.
No
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