Tejido blando periimplantario alrededor de diferentes materiales de pilares

Los implantes dentales se anclan en el hueso maxilar mediante una unión directa entre el hueso y el implante. Sin embargo, el éxito y la supervivencia de un implante no dependen únicamente de la osteointegración. Un tejido blando, que rodea la parte transmucosa de un implante dental, separa el hueso periimplantario de la cavidad bucal. Este collar de tejido blando se denomina "mucosa periimplantaria". La unión del tejido blando a la superficie del implante sirve como un sello biológico que previene el desarrollo de enfermedades periimplantarias inflamatorias (es decir, mucositis periimplantaria y periimplantitis) Por lo tanto, el sellado del tejido blando alrededor de los implantes garantiza condiciones saludables y una osteointegración estable y, por lo tanto, también la supervivencia a largo plazo de un implante. Mientras que el sello de tejido blando alrededor de los dientes se desarrolla durante la erupción dental, la mucosa periimplantaria se forma después de la herida quirúrgica creada para insertar el implante. La fase de cicatrización de la herida puede ocurrir después del cierre de un colgajo mucoperióstico alrededor de la porción del cuello de un implante colocado en el llamado procedimiento de una etapa o después de una segunda intervención quirúrgica para conexiones de pilares a un implante dental ya instalado (procedimiento en dos etapas ).

Parece que la adhesión de los tejidos blandos está influenciada por las propiedades (material del pilar y microtopografía) de los componentes del implante que se ponen en contacto con los tejidos blandos. Se descubrió que el material del pilar también influye en el sangrado al sondaje (BoP) en los tejidos blandos periimplantarios.

Dado que la cicatrización de heridas se produce en presencia de un biomaterial (es decir, un cuerpo extraño) en una región crítica, se deben tener en cuenta las interferencias positivas o negativas de los eventos de cicatrización de heridas con este biomaterial y la adaptación del tejido blando a este biomaterial. La biocompatibilidad, la adhesión a los tejidos blandos, la retención de placa, el comportamiento mecánico y la estética se enumeran entre los criterios de selección del material del pilar. El titanio sigue siendo el material más fiable dada su resistencia mecánica, biocompatibilidad, modificación de la superficie aumentando la adhesión celular y la retención de placa. Sin embargo, en el caso de mayores exigencias estéticas, particularmente para biotipo delgado, los pilares de aluminio de zirconio y cerámica dan mejores resultados con resultados técnicos y biológicos comparables a los pilares de titanio.

La polieteretercetona (PEEK) es un material termoplástico fuerte producido a partir de resina de polieteretercetona. Debido a su alta resistencia mecánica y durabilidad, buenas características eléctricas y excelente resistencia a la hidrólisis, PEEK se ha utilizado ampliamente en las industrias aeroespacial, automotriz, química, electrónica, petrolera y de alimentos y bebidas. Recientemente, se desarrolló un PEEK de grado médico. El PEEK de grado médico tiene las mismas propiedades físicas que el PEEK; sin embargo, PEEK-OPTIMA™ también es biocompatible, tiene alta resistencia química y resiste varios métodos de esterilización diferentes. Cabe mencionar que el PEEK tiene un módulo elástico similar al del hueso evitando la pérdida de hueso marginal en caso de sobrecarga oclusal. Debido a las propiedades antes mencionadas, se ha utilizado PEEK como material de pilar.

La morfología del pilar también merece consideraciones. Se puede observar cierta recesión fisiológica de los tejidos blandos en el tiempo alrededor de las restauraciones con implantes cuando se elige un perfil de emergencia divergente (el más común) junto al tejido blando. Recientemente se ha demostrado cómo se puede ver cierta migración coronal gingival con el uso de pilares de perfil de emergencia cónico. De hecho, al usar estos pilares cónicos o un diseño de implante con una forma cónica al nivel del implante del cuello (nivel transmucoso), no solo se puede lograr la migración del tejido blando, sino también la migración del tejido duro con el tiempo.

La cicatrización de la mucosa periimplantaria se caracteriza por una rápida formación de estructuras vasculares y el reclutamiento de células inflamatorias, seguido de la maduración de un tejido que eventualmente establece una barrera firme de tejido conectivo supracrestal y epitelio de unión largo, lo que previene eficazmente el crecimiento descendente de una biopelícula bacteriana. . Se observa que la angiogénesis como parte crítica de la cicatrización de heridas alcanza su punto máximo a las 2 semanas con una disminución durante 10 semanas, mientras que el reclutamiento de células inflamatorias (células B y células T) ocurre en grupos y disminuye de 4 a 8 semanas de cicatrización en el tejido conectivo .

Sin embargo, se dispone de poco sobre la respuesta muy temprana que podría determinar la organización histológica de los tejidos blandos periimplantarios en general y en contacto con diferentes materiales modificados macroscópica y microscópicamente. Los tejidos blandos periimplantarios forman parte de la encía y la mucosa oral y la colocación del implante se produce mediante la creación de una herida. Los miofibroblastos representan actores clave en la reconstrucción fisiológica del tejido conectivo después de una lesión y en la generación de deformaciones patológicas del tejido que caracterizan la fibrosis. Constituyen una fuente celular crítica de colágeno tipo I, que es esencial durante la cicatrización de heridas. La contracción excesiva y la sobreproducción de matriz extracelular, principalmente colágeno, por parte de los miofibroblastos pueden causar fibrosis tisular con formación de cicatriz hipertrófica caracterizada por una resistencia a la tracción reducida y fibras de colágeno desorientadas. En heridas cutáneas de espesor completo, la diferenciación de miofibroblastos comienza aproximadamente una semana después de la herida y la contracción alcanza su punto máximo entre 5 y 15 días después de la herida, pero en la cavidad oral, este paso ocurre antes que en la piel, dado el tiempo de curación más corto de estos tejidos.

Por lo tanto, el objetivo del presente estudio fue evaluar el componente de miofibroblastos de los tejidos de la mucosa periimplantaria en diferentes materiales de pilares de cicatrización (titanio gr4, titanio gr 5, zirconio y PEEK) 24 horas después de la colocación.

MATERIALES Y MÉTODOS Aspecto ético Este protocolo será evaluado por el Comité Ético de la Universidad Sapienza de Roma después de la aprobación del Departamento. A cada paciente se le proporcionará un consentimiento informado por escrito.

Diseño del estudio Estudio biomolecular de biopsias tomadas del tejido blando periimplantario 24 horas después del implante y colocación de pilares de cicatrización de cuatro materiales diferentes (titanio gr4, titanio gr 5, zirconio y PEEK).

Operadores, ceguera y asignación Los implantes y pilares serán colocados por un solo operador, no involucrado en otras funciones durante el estudio. Un segundo operador, que no participe en la colocación del implante o del pilar, realizará la biopsia. El operador del laboratorio será ciego a la asignación de biopsias. El tipo de pilar asociado a cada implante se determinará en un sobre cerrado que se abrirá únicamente cuando se coloque el implante. Se informará a los pacientes sobre el tipo de implantes y pilares utilizados pero no sobre la ubicación exacta de cada uno.

Características de la muestra Un total de 10 pacientes reclutados para el tratamiento de implantes en la Clínica Dental de la Universidad Sapienza de Roma participarán en el estudio siguiendo el cumplimiento de los criterios de inclusión y exclusión.

Criterios de inclusión:

(I) Edad ≥ 18 años (II) Ausencia de enfermedades/trastornos sistémicos (III) Tabaquismo ≤ 5 cigarrillos por día (IV) Periodontalmente sano o tratado (V) Puntaje de placa en toda la boca (FMPS) ≤ 15% al ​​inicio (VI) ) Puntaje de sangrado de boca completa (FMBS) ≤ 15% al ​​inicio (VII) Presencia de espacio edéntulo que necesita un tratamiento de cuatro o seis con sobredentadura (VIII) Ancho de la encía queratinizada ≥ 2 al nivel de la cresta

Criterios de exclusión: (exclusión de factores de riesgo/confusión):

(I) Embarazo/lactancia (II) Uso de antibióticos sistémicos en los últimos 3 meses (III) Uso de antibióticos sistémicos como profilaxis de la endocarditis (IV) Un paciente tratado crónicamente (es decir, 2 semanas o más) con medicamentos que se sabe que afectan los tejidos periodontales (p.ej. fenitoína, antagonistas del calcio, ciclosporina, warfarina y antiinflamatorios no esteroideos) el último mes antes de iniciar el estudio (V) Radioterapia en región cuello-cabeza (VI) VIH, TB, hepatitis u otras enfermedades infecciosas (VII) Abuso con drogas o alcohol (VIII) Cigarrillos fumados> 5 cigarrillos por día (IX) Periodontitis no tratada (X) FMPS> 15% al ​​inicio (XI) FMBS> 15% al ​​inicio (XII) Implantes con antecedentes periimplantarios (XIII) Ancho de tejido queratinizado sobre cresta <2 mm (XIV) Necesidad de reconstrucción ósea alrededor de los implantes a insertar

tratamiento clinico

El protocolo seguirá a Tomasi et al 2014 con la modificación de una muestra de referencia tomada al incidir para la preparación del colgajo. Brevemente, después de la anestesia local, la elevación del colgajo y la colocación del implante (Suecia y Martina SpA, Padua, Italia), se conectará un pilar especialmente diseñado de cuatro materiales diferentes (tigran gr4, tigran gr 5, zirconio y PEEK) a cada implante después de un Se suturarán la asignación a doble ciego y los colgajos. Los pacientes se enjuagarán con clorhexidina durante 1 semana hasta que se retiren las suturas. Transcurridas 24 horas desde la colocación del implante, se utilizará un dispositivo de corte hecho a medida para recuperar una biopsia circunferencial del tejido blando periimplantario. Se conectará un pin guía al pilar y se forzará apicalmente un punzón circular con un borde cortante alrededor del pilar, se diseccionará un collar de tejido blando periimplantario de 1,5 mm de espesor y se retirará junto con el pilar y el dispositivo de corte. Todo el sistema se colocará en formalina al 4% y se transferirá a una solución de etanol al 70% después de 48 h.

Análisis cito-histológico

Microscopía confocal y tinción inmunofluorescente de células. Una vez recolectadas con un punzón alrededor del cuello del implante, las células se obtienen mediante el método de explante. Las muestras de 2 mm se trituran primero y luego se colocan en un matraz de cultivo y se incuban en medio completo en CO2 al 5 % a 37 °C. Alternativamente, las muestras se colocan en DMEM con alto contenido de glucosa complementado con FBS al 15 % y antibióticos, y se almacenan a 4 °C durante 24 horas. A continuación, las células se fijan en PFA al 4 % en PBS durante 30 min a temperatura ambiente. Para marcar las moléculas de interés, las células se permeabilizan en PBS/suero de cabra al 10 %/suero de cabra al 0,3 %. Triton X-100 (1 h, 20 °C), seguido de anticuerpos primarios (contra proteínas del citoesqueleto/asociadas al citoesqueleto y proteínas de la matriz) en PBS/BSA al 0,1 %/Triton X-100 al 0,3 % (4 °C, 20 °C), lavado e incubado con anticuerpo secundario, DAPI y/o faloidina (4°C, 20°C). La fluorescencia confocal (Leica SP8) y la microscopía de epifluorescencia (sistema DeltaVision) se realizan utilizando objetivos 20x/ 0,50 NA y 40x/ 0,80 NA (Olympus FV1000).

Microscopía de tejido de biopsia. Las muestras de tejido obtenidas después de la extirpación quirúrgica se fijan en formalina y se seccionan con un vibratomo (Leica, VT100s) para obtener cortes de 200 μm de espesor. Para optimizar la penetración de los anticuerpos, se realiza una incubación secuencial de 24 h (4 °C) para cada paso de incubación y lavado de anticuerpos primarios y secundarios (PBS/2 % de suero de cabra/0,1 % de Triton X-100/0,05 % de NaN3). Las imágenes se adquieren usando microscopía de dos fotones con un objetivo 20x /NA 0.95 (Olympus XLUMPlanFI 206) y excitación a 910/1090/1180 nm.

análisis estadístico

Se tomarán un total de 80 muestras en el momento de la inserción del implante y 24 horas después, cada una analizada tres veces. Los resultados se expresarán como valores medios y SD y ANOVA y prueba de Mann-Whitney del software apropiado (STATA versión 13.1; StataCorp LP; College Station, TX) utilizados para encontrar la diferencia entre los cuatro materiales del pilar.