- ICH GCP
- Rejestr badań klinicznych w USA
- Badanie kliniczne NCT03538899
Autologiczna terapia genowa dla SCID z niedoborem Artemidy
Studium wykonalności fazy I/II transferu genów w przypadku ciężkiego złożonego niedoboru odporności z niedoborem artemidy (ART-SCID) przy użyciu samoinaktywującego się wektora lentiwirusowego (AProArt) do transdukcji autologicznych komórek krwiotwórczych CD34
Przegląd badań
Status
Szczegółowy opis
Dzieci z SCID na ogół nie przeżywają pierwszego roku życia bez ostatecznego leczenia. Obecnie najskuteczniejszym lekarstwem jest przeszczep hematopoetycznych komórek macierzystych (HCT) z dopasowanym antygenem ludzkich leukocytów (HLA). Podczas gdy dopasowane rodzeństwo HCT może z powodzeniem leczyć ART-SCID, mniej niż 20% dzieci dotkniętych chorobą ma takiego dawcę, a nawet gdy dostępny jest dopasowany dawca z rodzeństwa, często dochodzi do niepełnej rekonstrukcji immunologicznej limfocytów T i B. ART-SCID jest najtrudniejszym rodzajem SCID do wyleczenia przez przeszczep hematopoetycznych komórek macierzystych z wykorzystaniem alternatywnych dawców. Wszczepienie zazwyczaj wymaga intensywnego kondycjonowania dużymi dawkami środków alkilujących, aby zapobiec odrzuceniu i otworzyć nisze szpiku. Pacjenci ci są również narażeni na wysokie ryzyko rozwoju choroby przeszczep przeciwko gospodarzowi (GVHD), gdy używa się alternatywnych dawców. Zdecydowana większość pacjentów nie ma rekonstytucji limfocytów B i wymaga podawania infuzji immunoglobulin przez całe życie. Pacjenci z ART-SCID, którzy otrzymują duże dawki alkilatorów, zwłaszcza gdy stosuje się 2 środki, mają gorszą przeżywalność, nieprawidłowy rozwój zębów, endokrynopatie i niski wzrost w porównaniu z dziećmi narażonymi na żadne lub ograniczone alkilatory lub dzieci z typami SCID, które są niezwiązane z defektem naprawy DNA. Z tych powodów potrzebne jest bezpieczniejsze i skuteczniejsze podejście do leczenia ART-SCID. Autologiczny przeszczep hematopoetycznych komórek macierzystych z korekcją genów może wyeliminować zarówno ryzyko GVHD, jak i potrzebę stosowania alkilatorów w celu zapobiegania odrzuceniu.
Projekt badania jest jednokohortowym, podłużnym eksperymentem z udziałem nierandomizowanych pacjentów leczonych raz wektorem lentiwirusowym w celu korekty genu SCID z niedoborem Artemidy po kondycjonowaniu busulfanem w małej dawce. Nie planuje się żadnej formalnej grupy kontrolnej do oceny bezpieczeństwa; raczej intensywne monitorowanie pierwszych 6 zapisanych wykluczy dalsze naliczanie w obecności sygnałów bezpieczeństwa, a długoterminowe bezpieczeństwo będzie monitorowane przez 15 lat. Komórki macierzyste szpiku kostnego zostaną pobrane od uczestników ważących ≤7,5 kilograma lub u których wcześniej nie powiodła się mobilizacja cytokin, a komórki macierzyste krwi obwodowej zmobilizowane cytokinami zostaną pobrane od uczestników ważących >7,5 kilograma. Komórki CD34 zostaną wyizolowane przy użyciu urządzenia do sortowania komórek CliniMACS® CD34 Reagent System. Komórki będą transdukowane wektorem lentiwirusowym AProArt. Wzmacniacze transdukcji zostaną wykorzystane do zwiększenia wydajności transdukcji w komórkach CD34+ krwi obwodowej od pacjentów poddawanych pobraniu komórek macierzystych krwi obwodowej. Te transdukowane komórki będą następnie kriokonserwowane, a porcje komórek zostaną poddane testom bezpieczeństwa i zarezerwowane do oceny mocy. Wszyscy pacjenci otrzymają ukierunkowane kondycjonowanie busulfanem przez 2 dni, aby osiągnąć skumulowane pole pod krzywą (AUC) wynoszące 20 mg*godz./l (ablacyjne skumulowane AUC wynosi 60-90 mg*godz./l). Po infuzji komórek stransdukowanych AProArt pacjenci będą oceniani po 4, 6, 8, 16 i 24 tygodniach w celu wykrycia transdukowanych genów jednojądrzastych komórek krwi obwodowej i, jeśli to możliwe, linii komórkowych, w tym komórek T, B, NK i granulocytów/komórek szpiku . Jeśli po 6 tygodniach (42 dniach) od infuzji nie ma dowodów na obecność komórek transdukowanych genami, zostanie podjęta decyzja dotycząca dalszego leczenia.
Po 42 dniu po przeszczepie biorcy będą obserwowani pod kątem toksyczności i trwałej rekonstytucji odporności komórek T i B. Rekonstytucja immunologiczna limfocytów T będzie regularnie monitorowana. Jeśli bezwzględna liczba neutrofilów wynosi < 200/µl lub liczba płytek krwi < 20 000/µl w 3 niezależnych oznaczeniach po 42 dniu po infuzji transdukowanych komórek, pacjent może otrzymać infuzję komórek zapasowych lub allogeniczny przeszczep hematopoetycznych komórek macierzystych. Pacjenci z neutropenią przed kondycjonowaniem (neutropenia związana z SCID), ale reagujący na czynnik stymulujący tworzenie kolonii granulocytów (GCSF), nie zostaną uznani za pacjentów z niepowodzeniem, pod warunkiem, że za pomocą GCSF można utrzymać bezwzględną liczbę neutrofili powyżej >500/µl.
Po 42 dniu pacjenci będą oceniani co tydzień do 12 tygodni po przeszczepie i od 16 tygodnia, co miesiąc do 6 miesiąca po przeszczepie, a następnie od 3 miesięcy do 24 miesiąca. Będą one następnie oceniane w odstępach 6-miesięcznych w latach 2-5 i corocznie do roku 15. Kontynuacja badania będzie obejmowała wypełnienie kwestionariuszy jakości życia i wykonanie testów neurorozwojowych.
Pacjentom z klinicznie nieodpowiednią rekonstytucją, niskim VCN lub innymi cechami sugerującymi klinicznie nieodpowiednią odpowiedź na początkową procedurę terapii genowej zostanie zaproponowany powtórny wlew komórek poddanych transdukcji genowej. Schematy kondycjonowania podawane przed powtórną procedurą terapii genowej mogą obejmować małe dawki busulfanu, inne kondycjonowanie lub brak kondycjonowania.
Do monitorowania bezpieczeństwa tego badania zostanie powołana niezależna Rada ds. Monitorowania Bezpieczeństwa Danych (DSMB). DSMB będzie przeglądać wszystkie dane pod kątem bezpieczeństwa w regularnych odstępach czasu, w oparciu o liczbę zapisanych pacjentów, a także przeprowadzi specjalny pilny przegląd wszelkich poważnych zdarzeń niepożądanych (SAE) związanych z protokołem. Po rozpoczęciu badania DSMB dokona przeglądu wyników każdego z pierwszych 3 przypadków przed przystąpieniem do kolejnych pacjentów.
Produkt eksperymentalny (IND1711) do badania transferu genów ART-SCID nie jest dostępny w rozszerzonym dostępie. Zgodnie z 21 CFR Part 312.305(3) zespół zarządzający badaniem ustalił, że udostępnienie badanego produktu do rozszerzonego dostępu w tym czasie kolidowałoby z prowadzeniem i zakończeniem badania klinicznego oraz potencjalnym rozwojem przyszłego rozszerzonego dostępu. Badany produkt jest dostępny dla kwalifikujących się pacjentów poprzez udział w tym badaniu klinicznym.
Typ studiów
Zapisy (Szacowany)
Faza
- Faza 2
- Faza 1
Kontakty i lokalizacje
Kontakt w sprawie studiów
- Nazwa: Morton Cowan, MD
- Numer telefonu: 415-476-2188
- E-mail: Mort.Cowan@ucsf.edu
Kopia zapasowa kontaktu do badania
- Nazwa: Jennifer Puck, MD
- Numer telefonu: 415 502-2090
- E-mail: Jennifer.Puck@ucsf.edu
Lokalizacje studiów
-
-
California
-
San Francisco, California, Stany Zjednoczone, 94143
- Rekrutacyjny
- University of California, San Francisco (UCSF) Children's Hospital
-
-
Kryteria uczestnictwa
Kryteria kwalifikacji
Wiek uprawniający do nauki
Akceptuje zdrowych ochotników
Opis
Kryteria przyjęcia:
- ≥2,0 miesięcy w chwili rozpoczęcia kondycjonowania busulfanem
- Diagnoza typowego lub nieszczelnego ART-SCID:
Nowo zdiagnozowani pacjenci z ART-SCID muszą mieć:
- niedobór artemidy; I
- Liczba CD3 < 300 autologicznych komórek/µl (typowy ART-SCID) LUB spontaniczny chimeryzm matki, LUB liczba CD3 > 300/µl, ale z ograniczoną różnorodnością receptorów limfocytów T Vb, zdefiniowaną jako 18/24 lub mniej rodzin poliklonalnych.
ORAZ - odpowiedź komórek CD45 na mitogeny (PHA) < 50% dolnej granicy normy dla laboratorium (nieszczelny ART-SCID).
Pacjenci, u których zdiagnozowano ART-SCID zgodnie z powyższymi kryteriami, u których nie powiódł się przeszczep allogeniczny (w tym przeszczep rodzeństwa z dopasowanym HLA), mogą wziąć udział, jeśli spełniają poniższe kryteria:
- co najmniej 3 miesiące po allogenicznym przeszczepie hematopoetycznych komórek macierzystych bez dowodów wszczepienia allogenicznych komórek dawcy (z wyłączeniem komórek matczynych)
LUB są wszczepione, ale mają co najmniej 2 z następujących 4 warunków:
- Spadający chimeryzm dawcy CD3 z co najmniej 3 ocenami oddzielonymi co najmniej 1 miesiącem przed czasem włączenia LUB < 5% ogólnego chimeryzmu dawcy we krwi i szpiku ≥3 miesiące po przeszczepie.
Niecałkowicie odtworzona odporność limfocytów T po ≥6 miesiącach (1 z następujących 2):
- CD4 < 200/μl ORAZ CD45 komórkowa PHA < 50% dolnej granicy normy dla laboratorium;
- CD4 CD45RA < 20% wszystkich komórek CD4 LUB Różnorodność receptorów komórek T Vb jest ograniczona, zdefiniowana jako 18/24 lub mniej rodzin poliklonalnych.
- Brak komórek B dawcy LUB brak funkcji komórek B (immunoglobulina M izohemaglutyniny < 1:8 (nie grupa krwi AB) ORAZ wartości immunoglobuliny A (IgA) lub IgM poniżej zakresu referencyjnego dla wieku ORAZ jeśli nie otrzymują dożylnie immunoglobuliny (IVIG), brak ochrony poziom przeciwciał przeciwko immunizacji przeciw tężcowi x2).
- Objawy kliniczne zgodne z uporczywym niedoborem odporności komórek T i B, np. przewlekła infekcja, w tym norowirus, wirus cytomegalii, ludzki wirus opryszczki typu 6; LUB ostra lub nawracająca infekcja (np. PJP), rozstrzenie oskrzeli, przewlekłe zapalenie zatok.
I
- Nie mieć wcześniejszej ekspozycji na duże dawki busulfanu (dawka całkowita ≥10 mg/kg lub średnie narażenie skumulowane ≥40 mg*godz./l). Jeśli przewiduje się, że całkowita skumulowana wartość AUC, obejmująca poprzednią ekspozycję na busulfan plus dawkę do podania w tym protokole, wyniesie ≤60 mg*godz./l, wówczas pacjent kwalifikuje się, o ile spełnione są inne kryteria.
- Brak kwalifikującego się medycznie rodzeństwa identycznego z HLA z prawidłowym układem odpornościowym, które mogłoby służyć jako alogeniczny dawca szpiku kostnego (dotyczy tylko nowo zdiagnozowanych pacjentów).
Pisemna świadoma zgoda zgodnie z wytycznymi Institutional Review Board (IRB).
Kryteria wyłączenia:
- Testy czynnościowe wątroby (aminotransferaza asparaginianowa, transaminaza alaninowa, gamma-glutamylotransferaza) > trzykrotność górnej granicy normy dla laboratoryjnej i/lub bilirubiny całkowitej >1,50 mg/dl w momencie planowanego rozpoczęcia kondycjonowania busulfanem.
- Wcześniejsza historia choroby żylno-okluzyjnej (zespół niedrożności zatok sinusoidalnych) wątroby.
- Kwalifikujące się medycznie rodzeństwo dopasowane pod względem HLA (dotyczy tylko nowo zdiagnozowanych pacjentów).
- Dowód zakażenia wirusem HIV przez reakcję łańcuchową polimerazy lub test antygenu p24.
- Nietolerancja znieczulenia ogólnego i/lub pobrania szpiku lub pobrania komórek macierzystych krwi obwodowej (afereza) lub wprowadzenia cewnika do żyły centralnej.
- Obecność stanu medycznego wskazującego, że przewiduje się, że przeżycie będzie krótsze niż 4 miesiące, na przykład konieczność wentylacji mechanicznej, ciężka niewydolność głównego układu narządów lub dowód poważnej, postępującej infekcji, która jest oporna na leczenie farmakologiczne.
- Ciąża
- Sytuacja społeczna wskazująca, że rodzina może nie być w stanie przestrzegać procedur protokołu oraz zalecanej opieki medycznej i obserwacji.
- Inne warunki, które w opinii kierownika badania i/lub współbadaczy stanowią przeciwwskazanie do infuzji transdukowanych komórek lub udziału w badaniu.
Plan studiów
Jak projektuje się badanie?
Szczegóły projektu
- Główny cel: Leczenie
- Przydział: Nie dotyczy
- Model interwencyjny: Zadanie dla jednej grupy
- Maskowanie: Brak (otwarta etykieta)
Broń i interwencje
Grupa uczestników / Arm |
Interwencja / Leczenie |
|---|---|
|
Eksperymentalny: Terapia genowa (AProArt)
Transfer genów dla ciężkiego złożonego niedoboru odporności z niedoborem Artemidy (ART-SCID) przy użyciu samoinaktywującego wektora lentiwirusowego (AProArt) do transdukcji autologicznych komórek krwiotwórczych CD34.
Do selekcji komórek CD34 zostanie użyte urządzenie sortujące CliniMACS® CD34 Reagent System.
Przed przeszczepem pacjenci będą kondycjonowani małą dawką busulfanu.
|
Przetwarzanie hematopoetycznych komórek progenitorowych w celu wyselekcjonowania komórek CD34 przy użyciu systemu odczynników CliniMACS® CD34 przed infuzją.
Busulfan jest nieswoistym dla cyklu komórkowego alkilującym środkiem przeciwnowotworowym, należącym do klasy alkilosulfonianów.
Pacjenci otrzymają kondycjonującą dawkę busulfanu w małej dawce ukierunkowanej na 2 dni, aby osiągnąć skumulowane pole pod krzywą (AUC) wynoszące 20 mg*godz./l.
Inne nazwy:
Uczestnicy zostaną poddani infuzji autologicznych komórek krwiotwórczych transdukowanych wektorem lentiwirusowym AProArt, który zawiera prawidłową formę DNA kwasu deoksyrybonukleinowego komplementarnego DCLRE1C, po subablacyjnym kondycjonowaniu busulfanem ukierunkowanym na ekspozycję.
Inne nazwy:
|
Co mierzy badanie?
Podstawowe miary wyniku
Miara wyniku |
Opis środka |
Ramy czasowe |
|---|---|---|
|
W celu wykazania, że pacjenci z ART-SCID otrzymujący infuzję AProArt-CD34 osiągają lepsze całkowite przeżycie (OS) w 24 miesiące po leczeniu preparatem AProArt-CD34 w porównaniu z ustalonym wynikiem 0% OS dla pacjentów, którzy nie otrzymują leczenia z powodu ART-SCID
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Stan przeżycia pacjenta oraz (jeśli dotyczy) przyczynę zgonu będą rejestrowane w celu oceny całkowitego przeżycia.
|
24 miesiące
|
Miary wyników drugorzędnych
Miara wyniku |
Opis środka |
Ramy czasowe |
|---|---|---|
|
Reconstrukcja immunologiczna komórek B po 24±2 miesiącach w porównaniu z historyczną kohortą kontrolną biorców przeszczepu allogenicznego
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Reconstytucja odporności komórek B będzie definiowana jako zaprzestanie terapii zastępczej immunoglobulin
|
24 miesiące
|
|
Liczba uczestników z rekonstrukcją immunologiczną limfocytów T w porównaniu z historycznymi grupami kontrolnymi, które otrzymały allogeniczne przeszczepy w leczeniu ART-SCID.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Odtworzenie odporności komórek T będzie definiowane jako obecność obu następujących cech: 1) a. CD3>1000/mm3; 2) CD4>500/mm3.
|
24 miesiące
|
|
Przeżycie wolne od zdarzeń
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Zdarzenia definiuje się jako zgon, zastosowanie powtórnej infuzji komórek skorygowanych genetycznie w celu poprawy rekonstrukcji immunologicznej komórek T/B lub konieczność wykonania allogenicznego przeszczepienia komórek krwiotwórczych (HCT).
|
24 miesiące
|
Inne miary wyników
Miara wyniku |
Opis środka |
Ramy czasowe |
|---|---|---|
|
Odzyskiwanie układu krwiotwórczego u pacjentów z ART-SCID, którzy otrzymują samoinaktywujące się (SIN) komórki CD34 transdukowane wektorem lentiwirusowym (AProArt) poprzez autologiczny przeszczep autologicznych komórek macierzystych z powtórnym wlewem.
Ramy czasowe: 5 lat
|
Pacjenci zostaną poddani badaniom krwi w celu zmierzenia pełnej morfologii krwi i różnicowania po powtórnym wlewie komórek skorygowanych genetycznie.
|
5 lat
|
|
Profil zdarzeń niepożądanych (AE) związany z interwencją badawczą od leczenia do 15 lat po procedurze transferu genu
Ramy czasowe: 15 lat
|
Kliniczne i laboratoryjne zdarzenia niepożądane mierzone za pomocą CTCAE V4
|
15 lat
|
|
Liczba uczestników, u których rekonstytucja komórek B trwała dłużej niż 24 miesiące, w tym liczba i funkcja komórek B
Ramy czasowe: 15 lat
|
Rekonstytucję komórek B zdefiniuje się jako obecność co najmniej dwóch z poniższych: 1) liczba komórek B >40/mm3; 2) Zaprzestanie terapii zastępczej immunoglobulinami; 3) Ochronne specyficzne odpowiedzi przeciwciał.
Liczba uczestników spełniających definicję rekonstytucji komórek B zostanie zestawiona w tabeli.
|
15 lat
|
|
Skuteczność ukierunkowana na stosowanie busulfanu przy niskim narażeniu u niemowląt i dzieci, obliczona jako odsetek uczestników, których leczenie spełnia parametry badania, przy użyciu zwalidowanego modelu farmakokinetyki populacyjnej w celu obliczenia zindywidualizowanego klirensu busulfanu.
Ramy czasowe: 42 dni
|
Osiągnięcie ostatecznego docelowego skumulowanego AUC wynoszącego 20±2 mg*hr/l u około 90% pacjentów
|
42 dni
|
|
Różnorodność repertuarowa komórek T i B, oceniona poprzez analizę zmiennej sekwencji beta genu receptora komórek T (TCR-Vb) i receptorów przegrupowanych łańcuchów ciężkich immunoglobulin (IGH) oraz obliczenie różnorodności Indeks Shannona.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Mierzono poprzez głębokie sekwencjonowanie zmiennej sekwencji beta genu receptora komórek T (TCR) (TCR-Vb) i rearanżowanych receptorów łańcucha ciężkiego immunoglobuliny (IGH).
Oczekuje się, że wskaźnik Shannona różnorodności będzie przekraczał 7,5 w ciągu 24 ± 2 miesięcy po leczeniu u 90% pacjentów.
|
24 miesiące
|
|
Określić, czy różnorodność receptorów komórek B po 6 miesiącach pozwala przewidzieć rekonstytucję komórek B w ciągu 15 lat, analizując zmienną sekwencję beta genu receptora komórek B i przegrupowane receptory łańcucha ciężkiego immunoglobulin oraz obliczając wskaźnik różnorodności Shannona.
Ramy czasowe: 15 lat
|
Oczekuje się, że indeks Shannona > 5 będzie biomarkerem odtwarzania komórek B.
Różnorodność receptorów komórek B będzie mierzona w trakcie udziału w badaniu.
|
15 lat
|
|
Określić, czy po 6 miesiącach różnorodność receptorów limfocytów T (TCR) i/lub bezwzględna liczba CD3, CD4, naiwnych CD4 pozwalają przewidzieć rekonstytucję limfocytów T po 24 miesiącach lub potrzebę drugiego leczenia w ciągu 15-letniego okresu obserwacji.
Ramy czasowe: 15 lat
|
Różnorodność TCR-Vb oraz bezwzględna liczba CD3, CD4 i naiwnych CD4 będą mierzone po 6 miesiącach.
Rekonstytucja limfocytów T będzie mierzona przez cały okres udziału w badaniu.
|
15 lat
|
|
Stabilność średniej liczby kopii wektora (VCN) i lokalizacji miejsc integracji wektorów w posortowanych komórkach T, B i komórkach NK, granulocytach i monocytach we krwi obwodowej w czasie po infuzji transdukowanych HSC.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Średnia liczba kopii wektorów (VCN) i lokalizacja miejsc integracji wektorów będą mierzone po 6±1, 12±1 i 24±2 miesiącach, a następnie corocznie przez 15 lat po infuzji AProArt-CD34.
Średnia liczba VCN powinna wynosić >0,5 kopii/komórkę w limfocytach T i B oraz >0,01 w komórkach NK, mieloidalnych i granulocytach w ciągu 24±2 miesięcy po leczeniu.
|
24 miesiące
|
|
Charakterystyka miejsc insercji w wielu liniach komórkowych jako wskaźnik różnorodności, wszczepienie wieloliniowe i zestawienie wszelkiej ekspansji klonalnej, która może wskazywać na rozwój nowotworu złośliwego.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Miejsca wprowadzenia będą mierzone po 6±1, 12±1, 24±2 miesiącach i corocznie przez 15 lat po infuzji AProArt-CD34.
Oczekuje się, że miejsca insercji komórek będą zróżnicowane i żaden klon nie będzie stanowił > 20% linii po 24 miesiącach.
|
24 miesiące
|
|
Potencjalne korzyści profilaktycznego sirolimusu w zmniejszaniu częstości występowania przemijającej autoimmunologicznej niedokrwistości hemolitycznej (AIHA) po wlewie AProArt-CD34, jak oceniono na podstawie liczby uczestników z kliniczną diagnozą AIHA.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Występowanie autoimmunologicznej niedokrwistości hemolitycznej w ciągu 24 ± 2 miesięcy po wlewie po profilaktycznym podaniu syrolimusu, oceniane na podstawie monitorowania stężenia hemoglobiny, bezpośrednich i pośrednich wyników Coombsa, retikulocytów i dehydrogenazy mleczanowej.
Oczekuje się, że częstość występowania AIHA wymagającej leczenia będzie wynosić <40% pacjentów przyjmujących profilaktycznie syrolimus.
|
24 miesiące
|
|
Pomiar wrażliwości na promieniowanie komórek NK krwi obwodowej w celu opracowania i walidacji szybkiego testu funkcjonalnego dla SCID wrażliwego na promieniowanie.
Ramy czasowe: 24 miesiące
|
Opracowanie i walidacja testu na obecność SCID wrażliwego na promieniowanie w komórkach NK krwi obwodowej
|
24 miesiące
|
|
Siła AProArt-CD34 wskazana przez zdolność do różnicowania in vitro próbek uczestniczących w badaniu do limfocytów T i ocenę średniego VCN jako zastępczego markera siły działania.
Ramy czasowe: 5 lat
|
Wykazanie, że komórki CD34+ pacjenta po transdukcji mają zdolność różnicowania in vitro do limfocytów T i że średni VCN jest zastępczym markerem siły działania.
Zostanie opracowany i zatwierdzony jeden lub więcej testów siły działania dla HSC CD34+ transdukowanych AProArt, które dadzą wyniki w ciągu 52 dni od transdukcji i korelację między nimi z VCN uzyskanym 6 i 14 dni po transdukcji AProArt.
|
5 lat
|
|
Wpływ celowego narażenia na niskie dawki busulfanu w kondycjonowaniu na wzrost pacjenta
Ramy czasowe: 5 lat
|
Wzrost (cm) i masa ciała (kg) pacjenta zostaną zmierzone i porównane z normami dla wieku
|
5 lat
|
|
Wpływ busulfanu na rozwój zębów pacjenta
Ramy czasowe: 5 lat
|
Przegląd historii stomatologicznych i notatek klinicznych zostanie przeprowadzony w celu porównania rozwoju zębów stałych z normami rozwoju wiekowego od 5 do 15 roku życia
|
5 lat
|
|
Wyniki zgłaszane przez pacjenta dotyczące poddania się leczeniu komórkami z korektą genetyczną, ocenione za pomocą kwestionariuszy PedsQL.
Ramy czasowe: 5 lat
|
Kwestionariusze Age-appropriate Pediatric Quality of Life Inventory (PedsQL) będą przeprowadzane na początku badania oraz w latach 1, 2, 4, 8, 10, 12 i 15.
Cztery domeny (Funkcjonowanie fizyczne, Funkcjonowanie emocjonalne, Funkcjonowanie społeczne i Funkcjonowanie szkolne) są oceniane odwrotnie w 5-punktowej skali Likerta i przeliczane na skalę 0-100, przy czym wyższe wyniki wskazują na lepsze rezultaty.
|
5 lat
|
|
Wpływ na rodzinę leczenia z użyciem komórek z korygowanymi genami.
Ramy czasowe: 15 lat
|
Kwestionariusz Wpływu Rodziny (PedsQL) Inwentarza Jakości Życia Pediatrycznego zostanie zastosowany na początku badania oraz w latach 1, 2, 4, 8, 10, 12 i 15.
Odpowiedzi są wskazywane na 5-punktowej skali Likerta i przekształcane na skalę 0-100, przy czym wyższe wyniki wskazują na lepsze rezultaty.
|
15 lat
|
|
Wpływ interwencji badawczej na rozwój neurologiczny w czasie
Ramy czasowe: 5 lat
|
Neurodevelopment będzie oceniany w wieku 3, 5, 8, 11, 14 i 17 lat przy użyciu odpowiednich narzędzi dostosowanych do wieku (Skale Zachowań Adaptacyjnych Vineland, Inwentarz Oceniania Funkcji Wykonawczych, Ocena Behawioralna dla Dzieci, Skale Rozwoju Niemowląt Bayleya, Skale Inteligencji Wechslera, Kalifornijski Test Uczenia się Werbalnego, Test Ciągłej Wydajności Connersa, System Funkcji Wykonawczych Delisa-Kaplan oraz Test Osiągnięć Szerszego Zakresu).
Wyniki będą porównywane z normami dla wieku 18 miesięcy oraz wieku 3, 5, 8, 11, 14 i 17 lat.
|
5 lat
|
Współpracownicy i badacze
Śledczy
- Główny śledczy: Morton Cowan, MD, University of California, San Francisco
Publikacje i pomocne linki
Publikacje ogólne
- Candotti F, Shaw KL, Muul L, Carbonaro D, Sokolic R, Choi C, Schurman SH, Garabedian E, Kesserwan C, Jagadeesh GJ, Fu PY, Gschweng E, Cooper A, Tisdale JF, Weinberg KI, Crooks GM, Kapoor N, Shah A, Abdel-Azim H, Yu XJ, Smogorzewska M, Wayne AS, Rosenblatt HM, Davis CM, Hanson C, Rishi RG, Wang X, Gjertson D, Yang OO, Balamurugan A, Bauer G, Ireland JA, Engel BC, Podsakoff GM, Hershfield MS, Blaese RM, Parkman R, Kohn DB. Gene therapy for adenosine deaminase-deficient severe combined immune deficiency: clinical comparison of retroviral vectors and treatment plans. Blood. 2012 Nov 1;120(18):3635-46. doi: 10.1182/blood-2012-02-400937. Epub 2012 Sep 11.
- Varni JW, Seid M, Kurtin PS. PedsQL 4.0: reliability and validity of the Pediatric Quality of Life Inventory version 4.0 generic core scales in healthy and patient populations. Med Care. 2001 Aug;39(8):800-12. doi: 10.1097/00005650-200108000-00006.
- Howe SJ, Mansour MR, Schwarzwaelder K, Bartholomae C, Hubank M, Kempski H, Brugman MH, Pike-Overzet K, Chatters SJ, de Ridder D, Gilmour KC, Adams S, Thornhill SI, Parsley KL, Staal FJ, Gale RE, Linch DC, Bayford J, Brown L, Quaye M, Kinnon C, Ancliff P, Webb DK, Schmidt M, von Kalle C, Gaspar HB, Thrasher AJ. Insertional mutagenesis combined with acquired somatic mutations causes leukemogenesis following gene therapy of SCID-X1 patients. J Clin Invest. 2008 Sep;118(9):3143-50. doi: 10.1172/JCI35798.
- Buckley RH. The multiple causes of human SCID. J Clin Invest. 2004 Nov;114(10):1409-11. doi: 10.1172/JCI23571.
- Gatti RA, Meuwissen HJ, Allen HD, Hong R, Good RA. Immunological reconstitution of sex-linked lymphopenic immunological deficiency. Lancet. 1968 Dec 28;2(7583):1366-9. doi: 10.1016/s0140-6736(68)92673-1. No abstract available.
- Chan A, Scalchunes C, Boyle M, Puck JM. Early vs. delayed diagnosis of severe combined immunodeficiency: a family perspective survey. Clin Immunol. 2011 Jan;138(1):3-8. doi: 10.1016/j.clim.2010.09.010. Epub 2010 Oct 28.
- Chan K, Puck JM. Development of population-based newborn screening for severe combined immunodeficiency. J Allergy Clin Immunol. 2005 Feb;115(2):391-8. doi: 10.1016/j.jaci.2004.10.012.
- Kwan A, Puck JM. History and current status of newborn screening for severe combined immunodeficiency. Semin Perinatol. 2015 Apr;39(3):194-205. doi: 10.1053/j.semperi.2015.03.004. Epub 2015 Apr 30.
- Pai SY, Logan BR, Griffith LM, Buckley RH, Parrott RE, Dvorak CC, Kapoor N, Hanson IC, Filipovich AH, Jyonouchi S, Sullivan KE, Small TN, Burroughs L, Skoda-Smith S, Haight AE, Grizzle A, Pulsipher MA, Chan KW, Fuleihan RL, Haddad E, Loechelt B, Aquino VM, Gillio A, Davis J, Knutsen A, Smith AR, Moore TB, Schroeder ML, Goldman FD, Connelly JA, Porteus MH, Xiang Q, Shearer WT, Fleisher TA, Kohn DB, Puck JM, Notarangelo LD, Cowan MJ, O'Reilly RJ. Transplantation outcomes for severe combined immunodeficiency, 2000-2009. N Engl J Med. 2014 Jul 31;371(5):434-46. doi: 10.1056/NEJMoa1401177.
- Dorsey MJ, Dvorak CC, Cowan MJ, Puck JM. Treatment of infants identified as having severe combined immunodeficiency by means of newborn screening. J Allergy Clin Immunol. 2017 Mar;139(3):733-742. doi: 10.1016/j.jaci.2017.01.005.
- Dvorak CC, Hassan A, Slatter MA, Honig M, Lankester AC, Buckley RH, Pulsipher MA, Davis JH, Gungor T, Gabriel M, Bleesing JH, Bunin N, Sedlacek P, Connelly JA, Crawford DF, Notarangelo LD, Pai SY, Hassid J, Veys P, Gennery AR, Cowan MJ. Comparison of outcomes of hematopoietic stem cell transplantation without chemotherapy conditioning by using matched sibling and unrelated donors for treatment of severe combined immunodeficiency. J Allergy Clin Immunol. 2014 Oct;134(4):935-943.e15. doi: 10.1016/j.jaci.2014.06.021. Epub 2014 Aug 7.
- Neven B, Leroy S, Decaluwe H, Le Deist F, Picard C, Moshous D, Mahlaoui N, Debre M, Casanova JL, Dal Cortivo L, Madec Y, Hacein-Bey-Abina S, de Saint Basile G, de Villartay JP, Blanche S, Cavazzana-Calvo M, Fischer A. Long-term outcome after hematopoietic stem cell transplantation of a single-center cohort of 90 patients with severe combined immunodeficiency. Blood. 2009 Apr 23;113(17):4114-24. doi: 10.1182/blood-2008-09-177923. Epub 2009 Jan 23.
- Wahlstrom JT, Dvorak CC, Cowan MJ. Hematopoietic Stem Cell Transplantation for Severe Combined Immunodeficiency. Curr Pediatr Rep. 2015 Mar 1;3(1):1-10. doi: 10.1007/s40124-014-0071-7.
- Horn B, Cowan MJ. Unresolved issues in hematopoietic stem cell transplantation for severe combined immunodeficiency: need for safer conditioning and reduced late effects. J Allergy Clin Immunol. 2013 May;131(5):1306-11. doi: 10.1016/j.jaci.2013.03.014.
- Cowan MJ, Gennery AR. Radiation-sensitive severe combined immunodeficiency: The arguments for and against conditioning before hematopoietic cell transplantation--what to do? J Allergy Clin Immunol. 2015 Nov;136(5):1178-85. doi: 10.1016/j.jaci.2015.04.027. Epub 2015 Jun 6.
- Cicalese MP, Aiuti A. Clinical applications of gene therapy for primary immunodeficiencies. Hum Gene Ther. 2015 Apr;26(4):210-9. doi: 10.1089/hum.2015.047.
- Cavazzana-Calvo M, Fischer A. Gene therapy for severe combined immunodeficiency: are we there yet? J Clin Invest. 2007 Jun;117(6):1456-65. doi: 10.1172/JCI30953.
- Hacein-Bey-Abina S, Pai SY, Gaspar HB, Armant M, Berry CC, Blanche S, Bleesing J, Blondeau J, de Boer H, Buckland KF, Caccavelli L, Cros G, De Oliveira S, Fernandez KS, Guo D, Harris CE, Hopkins G, Lehmann LE, Lim A, London WB, van der Loo JC, Malani N, Male F, Malik P, Marinovic MA, McNicol AM, Moshous D, Neven B, Oleastro M, Picard C, Ritz J, Rivat C, Schambach A, Shaw KL, Sherman EA, Silberstein LE, Six E, Touzot F, Tsytsykova A, Xu-Bayford J, Baum C, Bushman FD, Fischer A, Kohn DB, Filipovich AH, Notarangelo LD, Cavazzana M, Williams DA, Thrasher AJ. A modified gamma-retrovirus vector for X-linked severe combined immunodeficiency. N Engl J Med. 2014 Oct 9;371(15):1407-17. doi: 10.1056/NEJMoa1404588.
- Greene MR, Lockey T, Mehta PK, Kim YS, Eldridge PW, Gray JT, Sorrentino BP. Transduction of human CD34+ repopulating cells with a self-inactivating lentiviral vector for SCID-X1 produced at clinical scale by a stable cell line. Hum Gene Ther Methods. 2012 Oct;23(5):297-308. doi: 10.1089/hgtb.2012.150. Epub 2012 Nov 7.
- Kwan A, Hu D, Song M, Gomes H, Brown DR, Bourque T, Gonzalez-Espinosa D, Lin Z, Cowan MJ, Puck JM. Successful newborn screening for SCID in the Navajo Nation. Clin Immunol. 2015 May;158(1):29-34. doi: 10.1016/j.clim.2015.02.015. Epub 2015 Mar 8.
- Li L, Drayna D, Hu D, Hayward A, Gahagan S, Pabst H, Cowan MJ. The gene for severe combined immunodeficiency disease in Athabascan-speaking Native Americans is located on chromosome 10p. Am J Hum Genet. 1998 Jan;62(1):136-44. doi: 10.1086/301688.
- Li L, Moshous D, Zhou Y, Wang J, Xie G, Salido E, Hu D, de Villartay JP, Cowan MJ. A founder mutation in Artemis, an SNM1-like protein, causes SCID in Athabascan-speaking Native Americans. J Immunol. 2002 Jun 15;168(12):6323-9. doi: 10.4049/jimmunol.168.12.6323.
- Li L, Salido E, Zhou Y, Bhattacharyya S, Yannone SM, Dunn E, Meneses J, Feeney AJ, Cowan MJ. Targeted disruption of the Artemis murine counterpart results in SCID and defective V(D)J recombination that is partially corrected with bone marrow transplantation. J Immunol. 2005 Feb 15;174(4):2420-8. doi: 10.4049/jimmunol.174.4.2420.
- Xiao Z, Dunn E, Singh K, Khan IS, Yannone SM, Cowan MJ. A non-leaky Artemis-deficient mouse that accurately models the human severe combined immune deficiency phenotype, including resistance to hematopoietic stem cell transplantation. Biol Blood Marrow Transplant. 2009 Jan;15(1):1-11. doi: 10.1016/j.bbmt.2008.10.026.
- Multhaup M, Karlen AD, Swanson DL, Wilber A, Somia NV, Cowan MJ, McIvor RS. Cytotoxicity associated with artemis overexpression after lentiviral vector-mediated gene transfer. Hum Gene Ther. 2010 Jul;21(7):865-75. doi: 10.1089/hum.2009.162.
- Multhaup MM, Podetz-Pedersen KM, Karlen AD, Olson ER, Gunther R, Somia NV, Blazar BR, Cowan MJ, McIvor RS. Role of transgene regulation in ex vivo lentiviral correction of artemis deficiency. Hum Gene Ther. 2015 Apr;26(4):232-43. doi: 10.1089/hum.2014.062. Epub 2015 Apr 13.
- Punwani D, Kawahara M, Yu J, Sanford U, Roy S, Patel K, Carbonaro DA, Karlen AD, Khan S, Cornetta K, Rothe M, Schambach A, Kohn DB, Malech HL, McIvor RS, Puck JM, Cowan MJ. Lentivirus Mediated Correction of Artemis-Deficient Severe Combined Immunodeficiency. Hum Gene Ther. 2017 Jan;28(1):112-124. doi: 10.1089/hum.2016.064. Epub 2016 Sep 7.
- Yeager AM, Shinn C, Shinohara M, Pardoll DM. Hematopoietic cell transplantation in the twitcher mouse. The effects of pretransplant conditioning with graded doses of busulfan. Transplantation. 1993 Jul;56(1):185-90. doi: 10.1097/00007890-199307000-00034.
- Modlich U, Navarro S, Zychlinski D, Maetzig T, Knoess S, Brugman MH, Schambach A, Charrier S, Galy A, Thrasher AJ, Bueren J, Baum C. Insertional transformation of hematopoietic cells by self-inactivating lentiviral and gammaretroviral vectors. Mol Ther. 2009 Nov;17(11):1919-28. doi: 10.1038/mt.2009.179. Epub 2009 Aug 11.
- O'Marcaigh AS, DeSantes K, Hu D, Pabst H, Horn B, Li L, Cowan MJ. Bone marrow transplantation for T-B- severe combined immunodeficiency disease in Athabascan-speaking native Americans. Bone Marrow Transplant. 2001 Apr;27(7):703-9. doi: 10.1038/sj.bmt.1702831.
- Grunebaum E, Roifman CM. Bone marrow transplantation using HLA-matched unrelated donors for patients suffering from severe combined immunodeficiency. Immunol Allergy Clin North Am. 2010 Feb;30(1):63-73. doi: 10.1016/j.iac.2009.11.001.
- Griffith LM, Cowan MJ, Notarangelo LD, Kohn DB, Puck JM, Pai SY, Ballard B, Bauer SC, Bleesing JJ, Boyle M, Brower A, Buckley RH, van der Burg M, Burroughs LM, Candotti F, Cant AJ, Chatila T, Cunningham-Rundles C, Dinauer MC, Dvorak CC, Filipovich AH, Fleisher TA, Bobby Gaspar H, Gungor T, Haddad E, Hovermale E, Huang F, Hurley A, Hurley M, Iyengar S, Kang EM, Logan BR, Long-Boyle JR, Malech HL, McGhee SA, Modell F, Modell V, Ochs HD, O'Reilly RJ, Parkman R, Rawlings DJ, Routes JM, Shearer WT, Small TN, Smith H, Sullivan KE, Szabolcs P, Thrasher A, Torgerson TR, Veys P, Weinberg K, Zuniga-Pflucker JC; workshop participants. Primary Immune Deficiency Treatment Consortium (PIDTC) report. J Allergy Clin Immunol. 2014 Feb;133(2):335-47. doi: 10.1016/j.jaci.2013.07.052. Epub 2013 Oct 15.
- Ferrua F, Brigida I, Aiuti A. Update on gene therapy for adenosine deaminase-deficient severe combined immunodeficiency. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2010 Dec;10(6):551-6. doi: 10.1097/ACI.0b013e32833fea85.
- Multhaup MM, Gurram S, Podetz-Pedersen KM, Karlen AD, Swanson DL, Somia NV, Hackett PB, Cowan MJ, McIvor RS. Characterization of the human artemis promoter by heterologous gene expression in vitro and in vivo. DNA Cell Biol. 2011 Oct;30(10):751-61. doi: 10.1089/dna.2011.1244. Epub 2011 Jun 10.
- Heimall J, Puck J, Buckley R, Fleisher TA, Gennery AR, Neven B, Slatter M, Haddad E, Notarangelo LD, Baker KS, Dietz AC, Duncan C, Pulsipher MA, Cowan MJ. Current Knowledge and Priorities for Future Research in Late Effects after Hematopoietic Stem Cell Transplantation (HCT) for Severe Combined Immunodeficiency Patients: A Consensus Statement from the Second Pediatric Blood and Marrow Transplant Consortium International Conference on Late Effects after Pediatric HCT. Biol Blood Marrow Transplant. 2017 Mar;23(3):379-387. doi: 10.1016/j.bbmt.2016.12.619. Epub 2017 Jan 6.
- Pai SY, Cowan MJ. Stem cell transplantation for primary immunodeficiency diseases: the North American experience. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2014 Dec;14(6):521-6. doi: 10.1097/ACI.0000000000000115.
- Hacein-Bey-Abina S, Hauer J, Lim A, Picard C, Wang GP, Berry CC, Martinache C, Rieux-Laucat F, Latour S, Belohradsky BH, Leiva L, Sorensen R, Debre M, Casanova JL, Blanche S, Durandy A, Bushman FD, Fischer A, Cavazzana-Calvo M. Efficacy of gene therapy for X-linked severe combined immunodeficiency. N Engl J Med. 2010 Jul 22;363(4):355-64. doi: 10.1056/NEJMoa1000164.
- Hacein-Bey Abina S, Gaspar HB, Blondeau J, Caccavelli L, Charrier S, Buckland K, Picard C, Six E, Himoudi N, Gilmour K, McNicol AM, Hara H, Xu-Bayford J, Rivat C, Touzot F, Mavilio F, Lim A, Treluyer JM, Heritier S, Lefrere F, Magalon J, Pengue-Koyi I, Honnet G, Blanche S, Sherman EA, Male F, Berry C, Malani N, Bushman FD, Fischer A, Thrasher AJ, Galy A, Cavazzana M. Outcomes following gene therapy in patients with severe Wiskott-Aldrich syndrome. JAMA. 2015 Apr 21;313(15):1550-63. doi: 10.1001/jama.2015.3253.
- Braun CJ, Boztug K, Paruzynski A, Witzel M, Schwarzer A, Rothe M, Modlich U, Beier R, Gohring G, Steinemann D, Fronza R, Ball CR, Haemmerle R, Naundorf S, Kuhlcke K, Rose M, Fraser C, Mathias L, Ferrari R, Abboud MR, Al-Herz W, Kondratenko I, Marodi L, Glimm H, Schlegelberger B, Schambach A, Albert MH, Schmidt M, von Kalle C, Klein C. Gene therapy for Wiskott-Aldrich syndrome--long-term efficacy and genotoxicity. Sci Transl Med. 2014 Mar 12;6(227):227ra33. doi: 10.1126/scitranslmed.3007280.
- Burroughs LM, Nemecek ER, Torgerson TR, Storer BE, Talano JA, Domm J, Giller RH, Shimamura A, Delaney C, Skoda-Smith S, Thakar MS, Baker KS, Rawlings DJ, Englund JA, Flowers ME, Deeg HJ, Storb R, Woolfrey AE. Treosulfan-based conditioning and hematopoietic cell transplantation for nonmalignant diseases: a prospective multicenter trial. Biol Blood Marrow Transplant. 2014 Dec;20(12):1996-2003. doi: 10.1016/j.bbmt.2014.08.020. Epub 2014 Sep 6.
- Danylesko I, Shimoni A, Nagler A. Treosulfan-based conditioning before hematopoietic SCT: more than a BU look-alike. Bone Marrow Transplant. 2012 Jan;47(1):5-14. doi: 10.1038/bmt.2011.88. Epub 2011 Apr 11.
- Moshous D, Callebaut I, de Chasseval R, Corneo B, Cavazzana-Calvo M, Le Deist F, Tezcan I, Sanal O, Bertrand Y, Philippe N, Fischer A, de Villartay JP. Artemis, a novel DNA double-strand break repair/V(D)J recombination protein, is mutated in human severe combined immune deficiency. Cell. 2001 Apr 20;105(2):177-86. doi: 10.1016/s0092-8674(01)00309-9.
- Rivera-Munoz P, Abramowski V, Jacquot S, Andre P, Charrier S, Lipson-Ruffert K, Fischer A, Galy A, Cavazzana M, de Villartay JP. Lymphopoiesis in transgenic mice over-expressing Artemis. Gene Ther. 2016 Feb;23(2):176-86. doi: 10.1038/gt.2015.95. Epub 2015 Oct 1.
- Cavazzana M, Six E, Lagresle-Peyrou C, Andre-Schmutz I, Hacein-Bey-Abina S. Gene Therapy for X-Linked Severe Combined Immunodeficiency: Where Do We Stand? Hum Gene Ther. 2016 Feb;27(2):108-16. doi: 10.1089/hum.2015.137.
- Long-Boyle JR, Savic R, Yan S, Bartelink I, Musick L, French D, Law J, Horn B, Cowan MJ, Dvorak CC. Population pharmacokinetics of busulfan in pediatric and young adult patients undergoing hematopoietic cell transplant: a model-based dosing algorithm for personalized therapy and implementation into routine clinical use. Ther Drug Monit. 2015 Apr;37(2):236-45. doi: 10.1097/FTD.0000000000000131.
- Romero Z, Campo-Fernandez B, Wherley J, Kaufman ML, Urbinati F, Cooper AR, Hoban MD, Baldwin KM, Lumaquin D, Wang X, Senadheera S, Hollis RP, Kohn DB. The human ankyrin 1 promoter insulator sustains gene expression in a beta-globin lentiviral vector in hematopoietic stem cells. Mol Ther Methods Clin Dev. 2015 Apr 22;2:15012. doi: 10.1038/mtm.2015.12. eCollection 2015.
- French D, Sujishi KK, Long-Boyle JR, Ritchie JC. Development and validation of a liquid chromatography-tandem mass spectrometry assay to quantify plasma busulfan. Ther Drug Monit. 2014 Apr;36(2):169-74. doi: 10.1097/01.ftd.0000443060.22620.cd.
- Varni JW, Sherman SA, Burwinkle TM, Dickinson PE, Dixon P. The PedsQL Family Impact Module: preliminary reliability and validity. Health Qual Life Outcomes. 2004 Sep 27;2:55. doi: 10.1186/1477-7525-2-55.
- Casella G. Refining binomial confidence intervals. Canadian Journal of Statistics 14(2): 113-129, 1986.
- Mamcarz E, Zhou S, Lockey T, Abdelsamed H, Cross SJ, Kang G, Ma Z, Condori J, Dowdy J, Triplett B, Li C, Maron G, Aldave Becerra JC, Church JA, Dokmeci E, Love JT, da Matta Ain AC, van der Watt H, Tang X, Janssen W, Ryu BY, De Ravin SS, Weiss MJ, Youngblood B, Long-Boyle JR, Gottschalk S, Meagher MM, Malech HL, Puck JM, Cowan MJ, Sorrentino BP. Lentiviral Gene Therapy Combined with Low-Dose Busulfan in Infants with SCID-X1. N Engl J Med. 2019 Apr 18;380(16):1525-1534. doi: 10.1056/NEJMoa1815408.
- Stoto MA. The accuracy of population projections. J Am Stat Assoc. 1983 Mar;78(381):13-20. doi: 10.1080/01621459.1983.10477916.
- Schuetz C, Neven B, Dvorak CC, Leroy S, Ege MJ, Pannicke U, Schwarz K, Schulz AS, Hoenig M, Sparber-Sauer M, Gatz SA, Denzer C, Blanche S, Moshous D, Picard C, Horn BN, de Villartay JP, Cavazzana M, Debatin KM, Friedrich W, Fischer A, Cowan MJ. SCID patients with ARTEMIS vs RAG deficiencies following HCT: increased risk of late toxicity in ARTEMIS-deficient SCID. Blood. 2014 Jan 9;123(2):281-9. doi: 10.1182/blood-2013-01-476432. Epub 2013 Oct 21.
- De Ravin SS, Wu X, Moir S, Anaya-O'Brien S, Kwatemaa N, Littel P, Theobald N, Choi U, Su L, Marquesen M, Hilligoss D, Lee J, Buckner CM, Zarember KA, O'Connor G, McVicar D, Kuhns D, Throm RE, Zhou S, Notarangelo LD, Hanson IC, Cowan MJ, Kang E, Hadigan C, Meagher M, Gray JT, Sorrentino BP, Malech HL, Kardava L. Lentiviral hematopoietic stem cell gene therapy for X-linked severe combined immunodeficiency. Sci Transl Med. 2016 Apr 20;8(335):335ra57. doi: 10.1126/scitranslmed.aad8856.
- Cowan MJ, Yu J, Facchino J, Fraser-Browne C, Sanford U, Kawahara M, Dara J, Long-Boyle J, Oh J, Chan W, Chag S, Broderick L, Chellapandian D, Decaluwe H, Golski C, Hu D, Kuo CY, Miller HK, Petrovic A, Currier R, Hilton JF, Punwani D, Dvorak CC, Malech HL, McIvor RS, Puck JM. Lentiviral Gene Therapy for Artemis-Deficient SCID. N Engl J Med. 2022 Dec 22;387(25):2344-2355. doi: 10.1056/NEJMoa2206575.
Daty zapisu na studia
Główne daty studiów
Rozpoczęcie studiów (Rzeczywisty)
Zakończenie podstawowe (Szacowany)
Ukończenie studiów (Szacowany)
Daty rejestracji na studia
Pierwszy przesłany
Pierwszy przesłany, który spełnia kryteria kontroli jakości
Pierwszy wysłany (Rzeczywisty)
Aktualizacje rekordów badań
Ostatnia wysłana aktualizacja (Rzeczywisty)
Ostatnia przesłana aktualizacja, która spełniała kryteria kontroli jakości
Ostatnia weryfikacja
Więcej informacji
Terminy związane z tym badaniem
Słowa kluczowe
Dodatkowe istotne warunki MeSH
- Pierwotne niedobory odporności
- Choroby genetyczne, wrodzone
- Choroby metaboliczne
- Choroby układu odpornościowego
- Niemowlę, noworodek, choroby
- Zespoły niedoboru odporności
- Zaburzenia związane z niedoborem naprawy DNA
- Wrodzone, dziedziczne i noworodkowe choroby i nieprawidłowości
- Choroby żywieniowe i metaboliczne
- Ciężki złożony niedobór odporności
- Związki siarki
- Organiczne chemikalia
- Węglowodory, acykliczne
- Węglowodory
- Alkan
- Alkohole
- Glikole butelenowe
- Glikole
- Mesyaty
- Alkanesulfonaty
- Kwasy alkanesulfonowe
- Kwasy sulfonowe
- Kwasy siarkowe
- Busulfan
Inne numery identyfikacyjne badania
- 17-22799
- CLIN2-10830 (Inny numer grantu/finansowania: California Institute of Regenerative Medicine)
- CLIN2-17127 (Inny numer grantu/finansowania: California Institute of Regenerative Medicine)
Plan dla danych uczestnika indywidualnego (IPD)
Planujesz udostępniać dane poszczególnych uczestników (IPD)?
Opis planu IPD
Ramy czasowe udostępniania IPD
Kryteria dostępu do udostępniania IPD
Typ informacji pomocniczych dotyczących udostępniania IPD
- PROTOKÓŁ BADANIA
- SOK ROŚLINNY
Informacje o lekach i urządzeniach, dokumenty badawcze
Bada produkt leczniczy regulowany przez amerykańską FDA
Bada produkt urządzenia regulowany przez amerykańską FDA
Te informacje zostały pobrane bezpośrednio ze strony internetowej clinicaltrials.gov bez żadnych zmian. Jeśli chcesz zmienić, usunąć lub zaktualizować dane swojego badania, skontaktuj się z register@clinicaltrials.gov. Gdy tylko zmiana zostanie wprowadzona na stronie clinicaltrials.gov, zostanie ona automatycznie zaktualizowana również na naszej stronie internetowej .