Wpływ czynnika wzrostu na osteointegrację implantu

Niniejsze badanie zostało przeprowadzone zgodnie z deklaracją helsińską na 32 pacjentach, którzy zgłosili się do Hatay Mustafa Kemal University Department of Dentistry Department of Chirurgia Jamy Ustnej i Szczękowo-Twarzowej z prośbą o wszczepienie implantów zębowych w celu uzupełnienia braków zębowych. Każdemu pacjentowi wszczepiono 2 implanty o odpowiednich rozmiarach i średnicach w zależności od stanu kości biorcy w celu zapewnienia standaryzacji. Miało to na celu zapewnienie, że pierwotna stabilizacja implantu nie zostanie naruszona lokalnie poprzez zastosowanie implantów w miejscach o podobnej gęstości kości. Implanty zostały umieszczone symetrycznie po prawej i lewej stronie linii środkowej przez tego samego lekarza pod warunkiem, że znajdowały się w tej samej szczęce.

Do włączenia pacjentów do badania wymagane były pewne warunki, którymi były:

• Nie mając zaburzeń ogólnoustrojowych,
• Brak ciąży i karmienia piersią,
• Nie mając nałogu palenia,
• Brak ciągłego zażywania narkotyków z powodu choroby przewlekłej,
• Brak infekcji w miejscu implantacji i sąsiednich zębów,
• Brak wcześniejszego wszczepienia lub zabiegu augmentacji w miejscu implantacji,
• Odpowiednia wysokość kości i grubość miejsca implantacji,
• Akceptacja i podpisanie przez pacjenta formularza świadomej zgody charakterystycznego dla badania, opisującego cel, czas trwania, korzyści i możliwe powikłania badania.

Wśród kryteriów włączenia do badania nie dokonano rozróżnienia między mężczyznami i kobietami, a pacjenci bez tych kryteriów nie zostali włączeni do badania.

To badanie oceniające wpływ zaawansowanej fibryny bogatopłytkowej i płynów ze skoncentrowanym czynnikiem wzrostu na osteointegrację implantu dentystycznego zostało zaplanowane jako randomizowane, kontrolowane klinicznie i prospektywne badanie. Łącznie 32 pacjentów włączonych do tego badania podzielono na dwie grupy po 16 osób. Zaplanowano zastosowanie 2 implantów u każdego pacjenta i ocenę każdego pacjenta jako jednej strony jako grupy kontrolnej, a drugiej jako grupy badanej. Innymi słowy, podczas gdy w grupie CGF istniała grupa badawcza i grupa kontrolna, w grupie A-PRF istniała również grupa badawcza i grupa kontrolna. W pierwszej grupie zaplanowano przemycie powierzchni jednego z aplikowanych implantów oraz wnętrza zębodołu, w którym miał być osadzony implant, płynem CGF uzyskanym w wyniku odwirowania krwi własnej pacjenta oraz zastosowanie standardowego implantu zabiegu bez aplikacji na zębodół i powierzchnię drugiego implantu, który ma być zastosowany.

W drugiej grupie powierzchnię implantu w grupie badanej przemyto wnętrzem zębodołu, w którym miał być osadzony implant, płynem A-PRF uzyskanym w wyniku odwirowania własnej krwi pacjenta i zastosowano standardową konwencjonalną procedurę implantacji bez aplikacji na zębodół i powierzchnię implantu w grupie kontrolnej.

Zdobycie płynu CGF:

Sterylna, jednorazowa, niezawierająca antykoagulantów probówka (Vacutest®, Arzergrande-Włochy), zestawy strzykawek do pobierania krwi, środek do dezynfekcji skóry, wirówka wyprodukowana przystosowana do probówek (MEDIFUGE, Włochy) oraz specjalny sterylny pojemnik do pozyskiwania części surowicy skoncentrowany czynnik wzrostu wykorzystano do przygotowania skoncentrowanego czynnika wzrostu. 2 x 9 cm3 próbki krwi żylnej pobrane dożylnie od pacjentów umieszczano w probówkach w wirówce bez wstrząsania.

Pracując wirówką w trybie CGF, urządzenie rozpędzało się z przyspieszeniem 30 sekund i było wirowane przez 2 minuty przy 2700 obr/min, 4 minuty przy 2400 obr/min, 4 minuty przy 2700 obr/min i 3 minuty przy 3000 obr/min, po czym urządzenie zatrzymało się z przyspieszeniem 36 sekund. Proces i okresy zmian wszystkich tych obrotów są automatycznie dostosowywane przez urządzenie. Po procesie wirowania w probówce powstają 3 warstwy. Warstwy te to odpowiednio warstwa osocza ubogiego w płytki krwi na górze, warstwa czerwonych krwinek na dole i warstwa skoncentrowanego czynnika wzrostu w środku. Utworzony stężony czynnik wzrostu oddzielono od warstwy krwinek czerwonych w dolnej warstwie za pomocą nożyczek, trzymając go za pomocą hemostatu. Jednak podczas procesu separacji część zawierająca komórki macierzyste CD34+ była utrzymywana poniżej stężonego czynnika wzrostu. Następnie CGF umieszczono w specjalnym sterylnym perforowanym pojemniku, wciśnięto w pojemnik i zamieniono w membranę. W ten sposób surowicza część CGF została uzyskana za pomocą otworów w pojemniku.

Uzyskanie płynu A-PRF:

Sterylna, jednorazowa, niezawierająca antykoagulantów probówka A-PRF, urządzenie do wirowania Wirówka Duo (Process for PRF, France) wyprodukowana odpowiednia dla tych probówek oraz specjalny sterylny pojemnik do pozyskiwania części surowicy A-PRF zostały użyte do przygotowania z A-PRF.

2x10 cm3 próbki krwi żylnej pobrane dożylnie od pacjentów umieszczono w wirówce bez wytrząsania i wirowanie nastawiono na 1300 obrotów na minutę przez 14 minut. Podczas gdy powstały po wirowaniu skrzep A-PRF został oddzielony za pomocą hemostatu od dolnej warstwy krwinek czerwonych, zwrócono uwagę, aby tej warstwy nie usunąć całkowicie. Następnie ten skrzep fibrynowy sprasowano w specjalnym sterylnym perforowanym pojemniku i otrzymano płyn A-PRF.

Zabieg chirurgiczny:

Wszystkie zabiegi chirurgiczne zostały przeprowadzone w ramach podwójnie ślepej próby przez ten sam zespół chirurgów. Po znieczuleniu miejscowym okolicy, skalpelem nr 15 wykonano nacięcie wyrostka zębodołowego w obszarze przeznaczonym do implantacji, a następnie usunięto pełnej grubości płat śluzówkowo-okostnowy. Po losowym ustaleniu grup badanej i kontrolnej przygotowano gniazdo implantu w odpowiedniej wielkości i średnicy zgodnie z zestawem chirurgicznym systemu implantologicznego (Nucleoss T6, Turcja). W grupie badanej skoncentrowanym czynnikiem wzrostu powierzchnię implantu oraz zębodół, w którym miał być osadzony implant, przemyto płynem CGF i umieszczono w zębodole implantu bez pogorszenia sterylności (ryc. 2). Implant w grupie kontrolnej umieszczono w zębodole standardową procedurą implantacji bez żadnego zabiegu. Podobnie implanty umieszczono w ich zębodołach, jak podano powyżej, w grupie badanej i kontrolnej zaawansowanej fibryny bogatopłytkowej. Po umieszczeniu wszystkich implantów w grupie badanej i kontrolnej w zębodole, regulowany moment obrotowy na elemencie nośnym umieszczony został w pozycji podwyrostkowej 1 mm za pomocą klucza w obszarze policzkowym i językowym/podniebiennym. W ten sposób rejestrowano również wartości momentu obrotowego. Do badań wykorzystano klucz grzechotkowy mierzący wartości momentu obrotowego w zakresie 10-50 N, wyprodukowany specjalnie przez firmę Nucleoss. Po wszczepieniu implantu na wszystkie implanty założono odpowiedni kapturek gojący, a brzegi rany zszyto płatem śluzówkowo-okostnowym jedwabnym szwem 3-0, tak aby kapturki gojące nie były zakryte. Chorym zalecono stosowanie zimnych okładów po zabiegu chirurgicznym. Po operacji Amoxicillin + Clavulanic Acid 1 g (Augmentin) jedna tabletka 2 razy dziennie przez 7 dni, Dexketoprofen 25 mg (Arveles) jedna tabletka 2 razy dziennie przez 5 dni oraz 0,12% chlorheksydyna do płukania jamy ustnej (Kloroben) Przepisano 3 razy dziennie. Pacjenci zostali poinformowani o punktach, na które należy zwrócić uwagę po zabiegu.

Pomiar analizy częstotliwości rezonansowej:

Penguin Resonance Frequency Analysis (RFA) (Integration Diagnostics Sweden AB) oraz MulTipeg, przetwornik odpowiedni dla implantu, który badacze zamierzają umieścić, zostały użyte do uzyskania wartości ilorazu stabilności implantu (ISQ) implantów za pomocą analizy częstotliwości rezonansowej oraz do oceny ich stabilność. Za pomocą nośnika MulTipeg dokręcano go i umieszczano na implancie do napotkania oporu (ręczny moment dokręcania około 3-5 Ncm). Podczas korzystania z Penguina pomiar odbywa się bez dotykania końcówki sondy do MulTipeg, dzięki czemu nie wymaga żadnego kontaktu. Ponadto jest całkowicie bezinwazyjny, a pacjent nic nie czuje podczas pomiaru, który trwa kilka sekund. Stabilność jest wskazana na implancie przez wartość ISQ. Wartości RFA mierzono łącznie 5 razy, a mianowicie bezpośrednio po implantacji oraz w 2, 4, 6 i 12 tygodniu po operacji. W celu uzyskania wartości ISQ, jako jednostkę ISQ zapisywano średnią arytmetyczną wartości liczbowych uzyskanych przez pięciokrotny pomiar sumy mezjalno-dystalnej i policzkowo-językowej w dwóch prostopadłych do siebie kierunkach.