Microplásticos em otite média com material de efusão

Este estudo foi planejado prospectivamente. Com aprovação ética, os pacientes que foram acompanhados por OME bilateral por pelo menos três meses ou OME unilateral por pelo menos 9 meses foram incluídos no estudo. Foram excluídos pacientes com anomalia craniofacial, fissura de palato, histórico de cirurgia de orelha prévia. Foram operados como paracentese e implantação de tubo de ventilação (VTI). Um termo de consentimento informado foi obtido deles e de seus pais.

Operação: A indicação cirúrgica foi feita de acordo com o tempo de doença e/ou perda auditiva. Os pacientes foram operados sob anestesia geral. A paracentese foi feita no quadrante posteroinferior da membrana timpânica. O material Glu foi preso no tubo de sucção e transferido imediatamente para tubos de vidro (Figura 1). Para isso, utilizou-se seringa de vidro e soro fisiológico 0,9%. As amostras foram enviadas da orelha direita e esquerda separadamente. A determinação dos microplásticos foi realizada no Laboratório de Engenharia Ambiental da Faculdade de Engenharia.

Método de determinação de microplásticos: Aplicado conforme Prada et. relatório geral (11). Os fragmentos, exceto os coágulos sanguíneos, foram lavados com jato de água destilada filtrada dentro da capela de fluxo laminar para remover qualquer contaminação superficial e todas as amostras foram pesadas dentro de frascos de vidro fechados com aproximação de 0,1 mg (Sartorius, Entris, Alemanha). Um método para preparação de amostras biológicas para coloração Nile Red, previamente desenvolvido e testado, foi seguido [16]: (i) incubação por 24 horas a 60 °C (Oasis™ Benchtop IR CO2 Incubator, Caron, OH, EUA) em 30 mL de KOH a 10% (p/v, ≥85%, Labchem, PA, EUA); (ii) às 24 h, a temperatura foi elevada até o ponto de ebulição e a solução foi imediatamente filtrada em membrana filtrante de fibra de vidro (1,2 poro µm, Whatman® GF/C, Little Chalfont, Buckinghamshire, Reino Unido) montado em um sistema de filtração de vidro a vácuo; (iii) 100 mL de água destilada filtrada em ebulição foram filtrados para remover sabões; (iv) foram adicionados 10 mL de acetona ao copo por 10 min; (v) foram filtrados mais 10 mL de acetona para remover matéria lipofílica; (vi) 0,5-1 mL de 0,01 mg mL-1 de Nile Red (grau para microscopia, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EUA) foram adicionados ao copo por 5 min; (vii) foram filtrados 50 mL de água destilada; e (viii) armazenados em placas de Petri de vidro mantidas dentro de caixas de papelão por uma semana para secar em temperatura ambiente (20 °C).

Medidas de Controle de Contaminação Foram realizadas medidas rigorosas de controle de contaminação em todas as fases, nomeadamente: (i) uso de jalecos de algodão e luvas limpas; (ii) trabalho na capela de fluxo laminar em sala limpa, mantido por limpeza com etanol em papel toalha seguida de limpeza com espanador que atrai e retém partículas de poeira e fibras de papel; (iii) filtrar todas as soluções (poro de 1,2 µm, Whatman® GF/C); (iv) utilização de materiais de vidro e metal; (v) descontaminar os materiais de vidro submergindo-os em HNO3 a 10% por pelo menos 30 minutos e enxaguando com água destilada; (vi) limpeza adicional de placas de Petri de vidro com jato de ar N2; (vii) queima de membranas filtrantes de microfibra de vidro a 450 °C por 3 h; (viii) limpeza do copo do sistema de filtração entre amostras, mergulhando-o por 15 s em solução (primeiro lote: acetona, segundo lote: 30% HNO3) seguido de imersão em água destilada; (ix) manter os recipientes das amostras o mais fechados possível com tampas de vidro, tampas ou folhas de alumínio; e (x) realização de brancos procedimentais (soluções sem amostras expostas a procedimentos de preparação de amostras) para cada lote. Cada amostra foi testada três vezes para verificação. Além disso, os microplásticos foram avaliados em soro fisiológico para evitar contaminação.