Mikroplastiki w zapaleniu ucha środkowego z materiałem wysiękowym

Badanie to zostało zaplanowane prospektywnie. Za zgodą etyczną do badania włączono pacjentów, u których wykonano obustronne OME przez co najmniej 3 miesiące lub jednostronne OME przez co najmniej 9 miesięcy. Wykluczono pacjentów z wadami twarzoczaszki, rozszczepem podniebienia, którzy przeszli operację ucha w wywiadzie. Operowano je metodą paracentezy i założenia rurki wentylacyjnej (VTI). Od nich i ich rodziców uzyskano formularz świadomej zgody.

Operacja: Wskazania do leczenia chirurgicznego ustalano w zależności od czasu trwania choroby i/lub utraty słuchu. Pacjenci byli operowani w znieczuleniu ogólnym. Paracentezę wykonano w tylno-dolnym kwadrancie błony bębenkowej. Materiał glu został uwięziony w rurce ssącej i natychmiast przeniesiony do szklanych probówek (Rysunek 1). W tym celu użyto szklanej strzykawki i 0,9% surowicy fizjologicznej. Próbki wysłano oddzielnie z prawego i lewego ucha. Oznaczenia mikroplastików wykonano w Laboratorium Inżynierii Środowiska Wydziału Inżynierii.

Metoda oznaczania mikroplastików: Stosowana według Prada i in. raport al (11). Fragmenty, z wyjątkiem skrzepów krwi, przemyto strumieniem przefiltrowanej wody destylowanej wewnątrz wyciągu z przepływem laminarnym w celu usunięcia wszelkich zanieczyszczeń powierzchniowych, a wszystkie próbki zważono w zamkniętych szklanych kolbach z dokładnością do 0,1 mg (Sartorius, Entris, Niemcy). Zastosowano wcześniej opracowaną i przetestowaną metodę przygotowania próbek biologicznych do barwienia czerwienią Nilu [16]: (i) inkubacja przez 24 godziny w temperaturze 60°C (Oasis™ Benchtop IR CO2 Incubator, Caron, OH, USA) w 30 mL 10% KOH (w/v, ≥85%, Labchem, PA, USA); (ii) po 24 godzinach temperaturę podniesiono do temperatury wrzenia i roztwór natychmiast przesączono przez membranę filtracyjną z włókna szklanego (1,2 µm porów, Whatman® GF/C, Little Chalfont, Buckinghamshire, UK) zamontowane w szklanym systemie filtracji próżniowej; (iii) 100 ml wrzącej, przefiltrowanej wody destylowanej przesączono w celu usunięcia mydeł; (iv) do kubka dodano 10 ml acetonu na 10 minut; (v) dodatkowe 10 ml acetonu przesączono w celu usunięcia substancji lipofilowych; (vi) do naczynia dodano 0,5-1 ml 0,01 mg ml-1 czerwieni Nile Red (klasa mikroskopowa, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) na 5 minut; (vii) przesączono 50 ml wody destylowanej; oraz (viii) przechowywanie w szklanych szalkach Petriego w pudełkach kartonowych przez tydzień do wyschnięcia w temperaturze pokojowej (20 °C).

Środki kontroli skażenia Na wszystkich etapach przeprowadzono rygorystyczne środki kontroli skażenia, a mianowicie: (i) noszenie bawełnianych fartuchów laboratoryjnych i czystych rękawiczek; (ii) praca pod wyciągiem laminarnym w czystym pomieszczeniu, utrzymywana poprzez czyszczenie etanolem w ręcznikach papierowych, a następnie czyszczenie za pomocą miotełki, która przyciąga i zatrzymuje cząsteczki kurzu i włókna papieru; (iii) filtrowanie wszystkich roztworów (pory 1,2 µm, Whatman® GF/C); (iv) stosowanie materiałów szklanych i metalowych; (v) odkażanie materiałów szklanych poprzez zanurzenie ich w 10% HNO3 na co najmniej 30 min i spłukanie wodą destylowaną; (vi) dodatkowe czyszczenie szklanych szalek Petriego strumieniem powietrza N2; (vii) wypalanie membran filtracyjnych z mikrofibry szklanej w temperaturze 450°C przez 3 godziny; (viii) czyszczenie misy układu filtracyjnego pomiędzy próbkami poprzez zanurzenie jej na 15 s w roztworze (pierwsza porcja: aceton, druga porcja: 30% HNO3), a następnie zanurzenie w wodzie destylowanej; (ix) przechowywanie pojemników na próbki możliwie szczelnie zamkniętych szklanymi pokrywkami, nakrętkami lub folią aluminiową; oraz (x) przeprowadzenie prób ślepych proceduralnych (roztwory bez próbek poddawanych procedurom przygotowania próbek) dla każdej partii. Każda próbka została przetestowana trzykrotnie w celu weryfikacji. Ponadto mikroplastiki oceniano w badaniu psychologicznym surowicy, aby zapobiec zanieczyszczeniu.